Текст книги "Респираторная медицина. Руководство (в 2-х томах)"
Автор книги: А. Чучалин
Жанр:
Медицина
сообщить о нарушении
Текущая страница: 28 (всего у книги 191 страниц)
ТТА, плевральную и лаважную жидкости сеют в аэробных и анаэробных условиях. Зеленящие стрептококки, коагулазонегативные стафилококки, дифтероиды, нейссерии и гемофильные палочки при выделении из мокроты расцениваются в качестве микрофлоры ротоглотки, но Moraxella catarrhalis и H . influenzae могут иметь клиническое значение, особенно если превалируют в мазках при вне– и внутриклеточном расположении. У пациентов с тяжелой пневмонией, госпитализированных в отделение общего профиля, целесообразно использовать среды для выделения грамотрицательных бактерий (агар МакКонки, агар Эндо).
Культуральная диагностика внебольничных пневмоний охватывает не более 40% вероятных возбудителей, при трактовке результатов существует опасность переоценки роли выделенных условных патогенов, которые могут оказаться колонизирующей микрофлорой.
Повторное микробиологическое исследование мокроты проводится при некачественно взятом материале при первом исследовании, неэффективности антибактериальной терапии, затяжном течении пневмонии, появлении рентгенологических, клинических, лабораторных данных, указывающих на возникновение суперинфекции, выделении нетипичных условных патогенов в диагностических титрах.
Бактерии, выделенные в концентрации ≥103 КОЕ/мл из образцов, полученных методом ЗЩ, и в количестве ≥104 КОЕ/мл из БАС, следует идентифицировать и определять их чувствительность к антибиотикам.
При пневмонии необходимо сеять кровь, несмотря на то что рост гемокультуры при внебольничной инфекции не превышает 37%, а при нозокомиальной пневмонии составляет менее 25% [37, 38].
Чувствительность к антибиотикам в рутинной практике определяют диско-диффузионным методом, путем измерения зон задержки роста микроорганизмов и сопоставляя их с существующими для каждого антибиотика стандартными значениями, согласно которым микроорганизмы подразделяются на «чувствительные», «слабочувствительные» (или «промежуточные») и «резистентные». Для некоторых микроорганизмов стандарты не разработаны, например для хламидий, микоплазм, Bacillus spp . и коринебактерий.
ДИАГНОСТИКА МИКОБАКТЕРИЙ
После разжижения мокроты и центрифугирования из осадка производят высевы на яичную среду (Левенштейна – Йенсена) или агаровую основу (среда Миддлбрука 7Н10). Селективные среды содержат ингредиенты, тормозящие рост сопутствующих бактерий и грибов. Инкубацию проводят во влажной атмосфере с содержанием 8 – 12% диоксида углерода. Образцы можно инокулировать в жидкую среду с 14С-пальмитиновой кислотой с добавлением или без антимикробных агентов, используя радиометрический метод и аппарат BACTEC 480TB. Чувствительность этого метода достигает 10 КОЕ/мл. Для получения роста МБТ на первичных средах требуется 3 – 5 нед инкубации, затем еще 1 – 2 нед для подтверждающего ниацинового теста и определения чувствительности к антитуберкулезным препаратам. В среднем, исследование с применением радиометрического метода занимает
18 дней, обычным методом – 36 дней [39].
ДИАГНОСТИКА АЭРОБНЫХ АКТИНОМИЦЕТОВ
Аэробные патогенные актиномицеты включают роды Nocardia , Streptomyces , Actinomadura и Rhodococcus , Micromonospora , Micropolyspora , Thermoactinomyces и Saccharomonospora. Они вызывают пневмониты (альвеолиты) и хорошо растут
(в течение 3 – 7 дней) на простых бактериальных и грибковых средах при 50 0;С во влажной атмосфере. Однако у рода Nocardia для роста колоний может потребоваться 3 нед инкубации. Идентификацию актиномицет проводят по морфологическим признакам колоний, микроскопическому строению микроорганизмов, способности гидролизовать различные субстраты, взаимодействию чистых культур с антительными диагностикумами в серологических реакциях.
ДИАГНОСТИКА ГРИБОВ
Лабораторную диагностику пневмомикозов проводят культуральным, гистологическим и серологическими методами. Для посева используют картофельные среды, сабуродекстрозный агар, агар на сердечно-мозговой вытяжке, также селективные среды, содержащие хлорамфеникол и гентамицин, иногда с добавлением циклогексимида, подавляющего рост быстрорастущей плесени и ингибирующего C. neoformans, Aspergillus fumigatus и некоторые виды Candida. В отличие от бактерий, которые культивируют при 35 0;С, посевы грибов инкубируют при 30 0;С.
Грибы рода Candida часто обнаруживают в БАС, но они редко бывают истинными возбудителями ИНДП. При исследовании аутопсийной ткани легких гистологическое подтверждение кандидоза было выявлено лишь у 2% онкологических больных и у 0,5% пациентов без неопластических процессов [40]. Определение кандидозного антигена непосредственно в сыворотке крови или клинических образцах мало помогает в диагностике локального или диссеминированного кандидоза, поскольку чувствительный метод ИФА выявляет присутствие антигенов и антител у здоровых и у 50 – 75% больных при диссеминированном кандидозе [41].
Инвазивный легочный аспергиллез (ИЛА) встречается чаще, чем легочный кандидоз, в 90% наблюдений выделение аспергилл из мокроты и БС связано с колонизацией НДП [42]. В то же время, при подтвержденном ИЛА лишь у 10% больных из мокроты были выделены Aspergillus spp. Для правильной интерпретации результатов культуральной диагностики необходимо производить посевы двух образцов, полученных при транстрахеальной легочной биопсии и методом ЗЩ [43]. Для ранней диагностики ИЛА может быть полезным обнаружение аспергиллезного антигена в сыворотке крови методом ИФА, чувствительность которого варьирует в пределах 60 – 100% в разных группах больных [33].
Выделение C . neoformans из респираторного тракта следует трактовать с осторожностью, так как в половине наблюдений у пациентов отсутствуют признаки поражения паренхимы легких, рентгенологические изменения и другие симптомы заболевания, это свидетельствует лишь о колонизации грибами [44]. Для подтверждения диагноза криптококкоза помогает обнаружение криптококкового антигена в сыворотке крови и ликворе. Антиген можно определять также в плевральном выпоте и БАС [32].
Неопределенность в оценке положительных и отрицательных результатов посевов при диагностике оппортунистических грибковых инфекций возрастает у больных с иммунодефицитами. Существует два наиболее достоверных критерия прижизненной диагностики таких инфекций:
–обнаружение грибов в ткани легких при культуральном или гистологическом исследовании;
–выделение культуры при посеве ликвора или других стерильных жидкостей тела, исключая кровь и мочу, которые могут контаминироваться, в том числе при заборе материала [45].
В отличие от оппортунистических возбудителей пневмомикозов, выделение патогенных диморфных грибов Blastomyces dermatitidis , Coccidioides immitis , Histoplasma capsulatum , Paracoccidioides brasiliensis и Sporothrix schenckii из респираторных образцов, ткани легких и биоматериалов других локализаций имеет несомненную клиническую значимость. Эти грибы существуют в мицелярной и дрожжевой (или в виде сферул) формах. В среднем, их рост на средах появляется через 14 дней (грибов рода Candida – через 1 – 3 дня, Aspergillus spp. – через 4 -
7 дней). В рутинной практике посевы инкубируют до 4 нед у пациентов при серологически подтвержденной грибковой инфекции или у больных, получавших антигрибковую терапию при неустановленной этиологии инфекционного процесса. Присутствие орофарингеальной микрофлоры в респираторных образцах не препятствует интерпретации результатов посевов на диморфные грибы. Посевы осуществляют при отрицательных результатах прямой микроскопии окрашенных препаратов, в том числе специальными методами, где можно легко идентифицировать соответствующий возбудитель по характерной морфологии. При диссеминированной грибковой инфекции исследуют материалы из других анатомических областей. Например, при генерализованном гистоплазмозе прямая микроскопия окрашенных мазков костного мозга помогает быстро поставить диагноз у 50% больных, положительный посев обнаруживается в 84% наблюдений [46]. Дополнительный диагностический тест – обнаружение полисахаридного антигена H . capsulatum в моче методом ИФА у 90% больных, однако этот тест может быть положительным и у пациентов с диссеминированной инфекцией, вызванной P . brasiliensis , В. dermatidis , Penicillium marneffei [47].
ДИАГНОСТИКА ХЛАМИДИЙ
У детей хламидийную пневмонию, вызванную C hlamydia trachomatis, можно диагностировать методом РИФ, культуральным и серологическими методами. Для посева обычно используют гетероплоидные мышиные клетки МакКой, обработанные циклогексимидом, которые инкубируют 40 – 72 ч, после чего исследуют наличие внутриплазматических включений хламидий при световой микроскопии после окрашивания иодином гликогена, продуцируемого хламидиями в инфицированных клетках. Более быстрый и чувствительный метод – РИФ при окраске культуры клеток моноклональными антителами.
C. psittaci не продуцирует гликоген и ее внутриплазматические включения выявляют при окраске по Гимзе обычно после 5 – 10 дней инкубации. Поскольку клеточные культуры C. psittaci высоко инфекционные, метод культивирования используется редко, и диагноз пситтакоза устанавливают серологическими методами.
C. pneumoniae можно обнаружить при заражении респираторными образцами монослоя культуры клеток HeLa-229. После инкубации в течение 3 – 5 дней готовят окрашенные специфическими моноклональными антителами препараты и изучают методом РИФ.
Диагноз хламидийной пневмонии ставят серологическими методами при определении антител. Однако у больных с иммунодефицитами, неспособными синтезировать в достаточном количестве антитела, может потребоваться культуральное исследование или использование молекулярно-генетических методов. Из трех видов хламидий C. trachomatis – редкий возбудитель ВП у больных с иммунодефицитами.
Определение чувствительности хламидий к антибиотикам не имеет существенного значения, так как различия между штаммами и появление новой резистентности весьма редки, сами методы определения не стандартизированы и используются в основном с научной целью.
ДИАГНОСТИКА МИКОПЛАЗМ
Среды для культивирования микоплазм содержат свежий дрожжевой экстракт, пептон, сыворотку животных и готовятся как двухфазная среда с агаровой основой, залитой бульоном, содержащим индикатор рН для контроля ферментации глюкозы, бензилпенициллин и ацетат таллия для подавления роста бактерий. Другие добавки включают амфотерицин В и полимиксин. В процессе инкубации посевов наблюдают появление помутнения среды в течение 4 – 6 дней, после чего производят первый высев на селективный агар, затем повторный высев на 8 – 12-й день. Рост типичных колоний обычно виден в конце 2-й недели инкубации, при отсутствии роста двухфазную среду инкубируют до 30 дней, после истечения этого периода выдают отрицательный результат. Разрешающая способность культурального метода 105 КОЕ/мл, при прямом определении антигена в респираторном секрете методом ИФА – 104 КОЕ/мл. Из-за медленного роста организмов и низкой чувствительности культурального метода (60%) для диагноза инфекции M. pneumoniae чаще используют определение специфических антител или ДНК-амплификационный тест.
Чувствительность микоплазм к антимикробным препаратам определяют только в научных целях и при изучении новых препаратов. Как и хламидии они предсказуемо чувствительны к тетрациклинам, макролидам, кетолидам и фторхинолонам.
ДИАГНОСТИКА ВИРУСОВ
Для заражения вирусами используют разные культуры клеток, возникновение инфекции определяют по цитопатическому эффекту (ЦПЭ) или появлению гемагглютинирующих антигенов. Дополнительные тесты (гемадсорбции, ингибиции гемагглютинации, нейтрализации и иммунофлюоресценции) используют для дифференциации вирусов гриппа и парагриппа. Культуральный метод при изучении респираторных образцов более чувствительный, чем определение антигенов, и занимает в среднем 3 – 4 дня для обнаружения ЦПЭ при вирусе гриппа А и 8 -
9 дней при ЦМВ.
Выделение вирусов гриппа, парагриппа, РСВ и риновирусов из респираторных образцов и ткани легкого имеет одинаково важное клиническое значение, в отличие от аденовирусов, вирусов простого герпеса (ВПГ) и ЦМВ, обнаружение которых в респираторных образцах не столь существенно, как в ткани легкого.
type: dkli00089
СЕРОДИАГНОСТИКА
Серодиагностика основана на выявлении специфических антител (АТ) разных классов иммуноглобулинов (IgM, IgA, IgG) в сыворотке крови у инфицированных пациентов и определении их титров при однократном исследовании или в динамике заболевания (в парных сыворотках, взятых с интервалом 10 – 14 дней) с помощью антигенных диагностикумов в различных серологических реакциях in vitro. Обычно используются реакции преципитации, агглютинации, ВИЭФ, ИФА, непрямой иммунофлюоресценции (РНИФ), РСК. Эти методы имеют основное значение при подтверждении диагноза и проведении эпидемиологических исследований.
Известны коммерческие наборы на основе ИФА и РНИФ для определения IgM АТ и IgG АТ к широкому кругу респираторных патогенов: Legionella spp., Francisella tularensis, Yersinia pestis, M. pneumoniae, C. pneumoniae, C. psittaci, Coxiella burnetii, T oxoplasma gondii, Trichinella spiralis, Strongiloides stercoralis, вирусов гриппа, парагриппа, РСВ, аденовирусов, ТОРС-коронавирусов, ВПГ, ЦМВ, вирусов краснухи и оспы, Эпштейна – Барр.
Для диагностики инфекции, вызванной C. pneumoniae, обычно используется метод микроиммунофлюоресценция (МИФ). Результат считается положительным при четырехкратном увеличении титра АТ в парных сыворотках или при однократном определении титра IgM≥1:16 или IgG≥1:512 [49]. Аналогичные критерии применяются для C. psittaci. Чувствительность МИФ составляет 39 – 100%, специфичность – 94 – 100%, что превышает эти показатели в РСК и ИФА, применение которых при серодиагностике ИНДП хламидийной этиологии считается нецелесообразным [50]. При неонатальной пневмонии, вызванной C. trachomatis, титр видоспецифических IgM АТ 1:32 – диагностический и коррелирует с результатами культуральной диагностики. В то же время определение IgG малоинформативно из-за циркуляции у детей до 12 мес материнских АТ.
Ввиду низкой чувствительности культурального метода, серологические тесты составляют основу диагностики микоплазменной инфекции. Холодовые агглютинины (ХА), выявляемые в реакции агглютинации с резус-отрицательными эритроцитами 0(I) группы крови при 4 0;С, присутствуют приблизительно у 50% больных пневмонией, обусловленной M. pneumoniae. Их уровень приходит в норму через 6 нед после острой инфекции. Однако ХА могут образовываться при целом ряде вирусных инфекций, лимфомах, аутоиммунных нарушениях, что снижает их диагностическую ценность. Комплементсвязывающие АТ выявляют в РСК у 85% пациентов, что согласуется с результатами культурального метода. При этом важно четырехкратное нарастание титров АТ, либо титр ≥1:80 при однократном исследовании сыворотки. В последние годы получил развитие метод ИФА для выявления специфических микоплазменных IgM АТ и IgА АТ; его чувствительность и специфичность выше, чем РСК [50]. IgM АТ обнаруживают на 1-й неделе заболевания и достигают пика на 3-й неделе, у взрослых они продуцируются нерегулярно, поэтому отрицательный результат не исключает наличие инфекции. IgА АТ более постоянны, их продукция не зависит от возраста пациентов.
Серодиагностика грибковых инфекций не всегда информативна. Определение АТ к C. albicans не позволяет провести дифференциальную диагностику локализованного и диссеминированного кандидоза, так как эти АТ присутствуют и у больных и у здоровых пациентов и только в 50 – 75% наблюдений встречаются при диссеминированном кандидозе [40].
РСК для выявления АТ к B. dermatidis характеризуется низкой чувствительностью и специфичностью (25%), титр АТ может повышаться при инфекциях, вызванных C. immitis и H istoplasma capsulatum. Иммунодиффузионный тест для выявления АТ к B. dermatitidis более чувствительный и специфичный (40 – 70%), чем РСК. Однако и отрицательный результат не исключает диагноз бластомикоза.
При серодиагностике криптококкоза используют реакцию преципитации для определения IgM АТ, которые обнаруживают на 2 – 3-й неделе заболевания у 75% больных, затем постепенно исчезают [42]. Комплементсвязывающие IgG АТ появляются позднее, их титр 1:32 и выше предполагает возможность диссеминированной инфекции.
При легочном гистоплазмозе у 90% больных определяются АТ к H. capsulatum в РСК и методом иммунодиффузии, при диссеминированном процессе они встречаются в 80% наблюдений [51]. Перекрестные реакции наблюдаются при бластомикозах, коккцидиоидомикозе и паракоккцидиоидомикозе.
type: dkli00090
МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ
Основу молекулярно-генетических методов составляет ПЦР и ее модификации. Принцип ПЦР заключается в многократном повторении (амплификации) исследуемых локусов нуклеиновых кислот термостабильной полимеразой для наработки достаточного количества ДНК и обнаружения ее методами электрофореза и гибридизации. Этот процесс достигается с помощью введения в реакционную смесь коротких молекул ДНК (праймеров), комплементарных нуклеотидным последовательностям того микроорганизма, который необходимо обнаружить. Связывание праймеров с соответствующими участками ДНК/РНК приводит к образованию локальной двухцепочечной структуры узнаваемой полимеразой, которая начинает достраивать ее в направлении 5– 3’, используя дезоксинуклеозидтрифосфаты, присутствующие в реакционной смеси. Таким образом, если один из праймеров связывается с прямой цепью, а другой с обратной, происходит наработка продукта, ограниченного с двух сторон этими праймерами. Поскольку каждый из вновь образованных продуктов – матрица для дальнейшей амплификации, происходит экспоненциальное увеличение их количества.
Анализ полученных продуктов амплификации с помощью электрофореза заключается в разделении ампликонов под действием электрического поля в агарозном или полиакриламидном геле. После окончания электрофореза оценивается наличие и размер полученных продуктов реакции амплификации. Гибридизация заключается в нанесении на твердую фазу (микропланшет) олигонуклеотидных зондов, комплементарных внутренней структуре исследуемых ампликонов (прямая гибридизация), или нанесении на твердую фазу полученных ампликонов (обратная гибридизация).
Добавление ампликонов или зондов, меченных либо с помощью радиоактивных меток, либо флюоресцентных, либо конъюгированных с ферментом, способным осуществлять цветовую реакцию (например, пероксидаза хрена), приводит к образованию комплексов, которые можно определять с помощью соответствующих методов. Достоинство гибридизации по сравнению с гель-электрофорезом – увеличение специфичности метода и объективизация оценки результатов эксперимента в автоматическом режиме. К недостаткам относится трудоемкость, необходимость использования специальной аппаратуры и более высокая стоимость.
Существуют наборы ПЦР для выявления отдельных микроорганизмов ( L. pneumophila, C. pneumoniae, M. pneumoniae, S. pneumoniae, M. tuberculosis, M. a vium, M. kansasii, H. capsulatum, B. dermatidis, C. immitis, A. fumigatus, P. jiroveci, T. gondii, респираторных вирусов, ВПГ, ЦМВ, ТОРС-коронавируса) и одновременного выявления нескольких возбудителей.
Наиболее перспективна – мультиплексная ПЦР в реальном времени, позволяющая определять наличие ДНК различных возбудителей в одной пробирке в течение менее 3 ч. Принцип основан на непосредственном иммунофлюоресцентном определении амплифицированных генов по мере их генерации in vitro. Эффективность подобного подхода была доказана в ряде исследований [52]. Однако требуется осторожность в интерпретации результатов для дифференциации между колонизацией (или латентными формами) и инфекцией. Пневмококки, хламидии, микоплазмы, кандиды, пневмоцисты встречаются у индивидуумов и в отсутствие инфекции. Герпес-вирусы, токсоплазмы, пневмоцисты могут существовать в латентной стадии в тканях и не вызывать инфекцию.
Некоторые организмы трудно или невозможно выявить другими методами и молекулярная диагностика становится единственно возможной. Диагностическая специфичность и чувствительность могут достигать 98 – 100%.
type: dkli00064
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Лаборатории клинической микробиологии играют жизненно важную роль в этиологической диагностике ИНДП. Надежность результатов микробиологического исследования зависит от целого ряда условий:
– правильного получения адекватного материала;
– своевременной его доставки в лабораторию в соответствующих средах или контейнерах;
– преданалитической обработки образцов в соответствии с задачами исследования;
– чувствительности и специфичности используемых методов для выявления возбудителя и его маркеров;
– грамотной трактовки результатов исследования в соответствии с клиническими, радиографическими и другими лабораторными данными пациента.
9
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1.Ansorg R., van der Boom R., Rath P.M. Detection of Aspergillus galactamannan antigen in foods and antibiotics // Mycoses. – 1997. – Vol. 40. – P. 353 – 357.
2.Boersma W.G., Lowenberg A., Lolloway Y. Pneumococcal capsular antigen detection and pneumococcal serology in patients with community-acquired pneumonia // Thorax. – 1991. – Vol. 46. – P. 902 – 906.
3.Bradsher R.W., Chapman S.W., Pappas P.G. Blastomycosis // Infect. Dis. Clin. N. Am. – 2003. – Vol. 17. – P. 21 – 40.
4.Capeding M.R.Z., Nohynek H., Ruutu P. Evaluation of a new tube latex agglutination test for detection of type-specific pneumococcal antigens in urine // J. Clin. Microbiol. – 1991. – Vol. 29. – P. 1818 – 1821.
5.Cook D.J., Fitzgerald J.M., Guyatt G.H., Walter S. Evaluation of the protected brush catheter and bronchoalveolar lavage in the diagnosis of nosocomial pneumonia // J. Intens. Care Med. – 1991. – Vol. 6. – P. 196 – 205.
6.Crawford S.W., Bowden R.A., Hackman R.C. Rapid detection of cytomegalovirus pulmonary infection by bronchoalveolar lavage and centrifugation culture // Ann. Intern. Med. – 1988. – Vol. 108. – P. 180 – 185.
7.Cregan P., Yamamoto A., Lum A., e.a. Comparison of four methods for rapid detection of Pneumocystis carinii in respiratory specimens // J. Clin. Microbiol. – 1990. – Vol. 28. – P. 2432 – 2436.
8.Duperval R., Hermans P.E., Brever N.S., et.al. Cryptococcosis, with emphasis on the significance of isolation of Cryptococcus neoformans from the respiratory tract // Chest. – 1977. – Vol. 72. – P. 13 – 19.
9.Fishman J.A., Roth R.S., Zanzot E.М. Use of induced sputum specimens for microbiological diagnosis of infections due to organisms other than Pneumocystis carinii // J. Clin. Microbiol. – 1994. – Vol. 32. – P. 131 – 134.
10.Freidig E.E., Smith T.F., Wilson W.R. Failuer to recover Chlamydia trachomatis from open lung biopsy tissue of adult immunosuppressed patients // Chest. – 1984. – Vol. 86. – P. 649.
11.Gay G.D., Smith T.F., Ilstrup D.M. Comparison of processing techniques for detection of Pneumocystis carinii cystis in open lung biopsy specimens // J. Clin. Microbiol. – 1985. – Vol. 21. – P. 150 – 151.
12.Grayston J.T. Chlamydia pneumoniae, strain TWAR // Chest. – 1989. – Vol. 95. – P. 664 – 669.
13.Hammerman K.J., Powell K.E., Hristianson P.S., et al. Pulmonary cryptococcosis. Clinical forms and treatment // Am. Rev. Respir. Dis. – 1973. – Vol. 108. – P. 1116 – 1123.
14.Herbrecht R., Natarajan-Ame S., Letscher-Bru V., et al. Invasiv pulmonary aspergillosis // Semin. Respir. Crir Care Med. – 2004. – Vol. 25. – P. 191 – 202.
15.Holmberg H., Holme T., Krook A. Detection of C polysaccharide in Streptococcus pneumoniae in the sputa of pneumonia patients by an enzyme-linked immunosorbent assay // J. Clin. Microbiol. – 1985. – Vol. 22. – P. 111 – 115.
16.Holmberg H, Krook A. Comparison of enzyme-linked immunosorbent assay with coagglutination and latex agglutination for rapid diagnosis of pneumococcal pneumonia by detecting antigen in sputa // Eur. J. Clin. Microbiol. – 1986. – Vol. 5. – P. 282 – 286.
17.Jimenez P., Salidias F., Meneses M. Diangostic fiberoptic bronchoscopy in patients with community-acquired pneumonia. Comparison between bronchoalveolar lavage and telescoping plugged catheter cultures // Chest. – 1993. – Vol. 103. – P. 1023 – 1027.
18.Johanson W.G., Pierce A.K., Sanford J.P., et al. Nosocomial respiratory infections with gram-negative bacilli. The significans of colonization of the respiratory tract // Ann. Intern. Med. – 1972. – Vol. 77. – P. 701 – 706.
19.Jules – Elysee K.M., Stover D.E., Zaman M.B. Aerosolized pentamadine: effect on diagnosis and presentation of Pneumocystis carinii pneumonia // Ann. Intern. Med. – 1990. – Vol. 112. – P. 750 – 787.
20.Kahn F.W., Jones J.M. Analysis of bronchoalveolar lavage specimens from immunocompromised patients with a protocol applicable to the microbiology laboratory // J. Clin. Microbiol. – 1988. – Vol. 26. – P. 1150 – 1155.
21.Kim T.C., Blackman R.S., Heatwole K.M., et al. Acid-fast bacilli in sputum smears of patients with pulmonary tuberculosis. Prevalence and significance of negative smears pretreatment and positive smear post-treatment // Am. Rev. Respir. Dis. – 1984. – Vol. 129. – P. 264 – 268.
22.Krick J.A., Remington J.S. Opportunistic invasive fungal infections in patients with leujaemia and lymphoma // Clin. Haematol. – 1976. – Vol. 5. – P. 249 – 310.
23.Leroy O., Santre C., Beuscart C. A five-year study of severe community-acquired pneumonia with emphasis on prognosis in patients admitted to an intensive care unit // Intensive Care Med. – 1995. – Vol. 21. – P. 24 – 31.
24.Malsh T.J., Merz W.G., Lee J.W., et al. Diagnosis of invasive fungal infections. Advances in nonculture systems // Curr. Clin. Top. Infect. Dis. – 1998. – Vol. 18. – P. 101 – 153.
25.Mandell L.A., Bartlett J.G., Dowell S.F., e.a. Update of Practice Guidelines for the Management of Community-Acquired Pneumonia in Immunocompetent Adults // Clin. Infect. Dis. – 2003. – Vol. 37. – P. 1405 – 1433.
26.Masur H., Rosen P.P., Armstrong D. Pulmonary disease caused by Candida species // Am. J. Med. – 1977. – Vol. 63. – P. 914 – 925.
27.Mathers G. Bacteriology of the urine in lobar pneumonia // J. Infect. Dis. – 1916. – Vol. 19. – P. 416 – 418.
28.Mayer J. Laboratory diagnosis of nosocomial pneumonia // Semin. Respir, Infect. – 2000. – Vol. 15. – P. 119 – 131.
29.Meduri G.U., Chastre J. The standardization of bronchoscopic techniques for ventilator-associated pneumonia // Chest. – 1992. – Vol. 102. – P. 557 – 564.
30.Metersky M.L., Bratzler D.W., Houck P.M. Predicting bacteremia in patients with community-acquired pneumonia // Am. J. Respir. Crit care Med. – 2004. – Vol. 169. – P. 342 – 347.
31.Murdoch D.R. Diagnosis of Legionella infection // Clin. Infect. Dis. – 2003. – Vol. 36. – P. 64 – 69.
32.Musher D.M., Monotoya R., Wanahita A. Diagnostic value of microscopic examination of Gram-stained sputum and sputum cultures in patients with bacteremic pneumococcal pneumonia // Clin. Infect. Dis. – 2004. – Vol. 39. – P. 165 – 169.
33.Noone P., Rogers B.T. Pneumonia caused by coliforms and Pseudomonas aeruginosa // J. Clin. Pathol. – 1976. – Vol. 29. – P. 652 – 656.
34.Ortqvist A., Kalin M., Lejdeborn L., Lundberg B. Diagnostic fiberoptic bronchoscopy and protected brush culture in patients with community-acquired pneumonia // Chest. – 1990. – Vol. 97. – P. 576 – 582.
35.Paya C.V., Roberts D.G., Cockerill F.R. Laboratory diagnosis of disseminated histoplasmosis. Clinical importance of the lysis-centrifugation blood culture technique // Mayo Clin. Proc. – 1987. – Vol. 62. – P.480 – 485.
36.Pisani R.J., Wright A.J. Clinical utility of bronchoalveolar lavage in immunocompromised hosts // Mayo Clin. Proc. – 1992. – Vol. 67. – P. 221 – 227.
37.Plouffe J.F., McNally C., File T.M.Jr. Value of noninvasive studies in community-acquired pneumonia // Infect. Dis. Clin. North Am. – 1998. – Vol. 12. – P. 689 – 699.
38.Rein M.F., Gwaltney J.M., O’Brien W.M., et al. Accuracy of Gram’s stain in identifying pneumococci in sputum // JAMA. – 1978. – Vol. 239. – P. 2671 – 2673.
39.Reingold A.L., Thomason B.M., Brake B.J., e.a. Legionella pneumonia in the United States: the distribution of serogroups an species causing human illness // J. Infect. Dis. – 1984. – Vol. 149. – P. 819.
40.Roberts G.D., Goodman N.L., Heifets L., et al. Evaluation of the BACTEC radiometric method for recovery of mycobacteria and drug susceptibility testing of Mycobacterium tuberculosis from acid-fast smear-positive specimens // J. Clin. Microbiol. – 1983. – Vol. 18. – P. 689 – 696.
41.Strimlan C.V., Dines D.E., Rodgers-Sulivan R.F., et al. Respiratoty tract Aspergillus. Clinical significans // Mim. Med. – 1980. – Vol. 63. – P. 25-29.
42.Thornley P.E., Aitken J., Drennan C.J., et al. Branchamella catarrhalis infection of the lower respiratory tract: Reliable diagnosis by sputum examination // Br. Mrd. J. – 1982. – Vol. 285. – P. 1537 – 1538.
43.Thorpe J.E., Baughman R.P., Frame P.T. Bronchoalveolar lavage for diagnosing acute bacterial pneumonia // J. Infect. Dis. – 1987. – Vol. 155. – P. 855-861.
44.Thorsteinsson S., Musher D.M., Fagan T. The diagnostic value of sputum culture in acute pneumonia // JAMA. – 1975. – Vol. 233. – P. 894 – 895.
45.Tillotson J.R., Finland M. Bacterial colonization and clinical superinfection of the respiratory tract complicating antibiotic treatment of pneumonia // J. Infect. Dis. – 1969. – Vol.119. – P. 597 – 624.
46.Verghese A., Berk S.L. Bacterial pneumonia in the elderly // Medicine. – 1983. – Vol. 62. – P. 271 – 285.
47.Verhelst R., Kaijalainen T., De Baere T., et al. Comparison of five techniques for identification of optochin-resistant pneumococcus-like isolates // J. Clin. Microbiol. – 2003. – Vol. 41. – P. 3521 – 3525.
48.Verkooyen R.P., Willemse D., Hiep-van Casteren, et al. Evaluation of PCR, culture and serology for diagnosis of Chlamydia pneumoniae respiratory infections // J. Clin. Microbiol. – 1998. – Vol. 36. – P. 2301 – 2307.
49.Welti M., Jaton K., Altwegg M., et al. Development of a multiplex real-time quantitative PCR assay to detect Chlamydia pneumoniae, Legionella pneumophila and Mycoplasma pneumoniae in respiratory tract secretions // Diagn. Micribiol. Infect. Dis. – 2003. – Vol. 45. – P. 85 – 95.
50.Wheat J., Wheat H., Connoly P., et al. Cross-reactivity in Histoplasma capsulatum variety capsulatum antigen assay of urine samples from patients with endemic mycoses // Clin. Infect. Dis. – 1997. – Vol. 24. – P. 1169 – 1171.
