Текст книги "Инфекционные болезни и профилактика внутрибольничных инфекций"

Автор книги: Владимир Цыркунов

сообщить о нарушении

Текущая страница: 65 (всего у книги 67 страниц)

В случае сообщения об изменении диагноза и 1 извещения указывается измененный диагноз, дата его установления и первоначальный диагноз.?

Извещения составляются также на случаи укусов, оцарапания, ослюнения домашними или дикими животными, которые следует рассматривать как подозрение на заболевание бешенством.

Перечень документации, необходимый для организации работы в инфекционном стационаре:

Приемное отделение ОЗ

ОЗ-1 Журнал приема, больных и отказов в госпитализации

ОЗ-2 Журнал учета инфекционных заболеваний (острых желудочно-кишечных)/

ОЗ-3 Журнал учета инфекционных заболеваний (вирусный гепатит)

ОЗ-4 Журнал учета инфекционных заболеваний (воздушно-капельные инфекции)

ОЗ-5 Журнал учета инфекционных заболеваний

ОЗ-6 Книга записи амбулаторных больных

3– 7 Журнал записи вызовов врачей из др. ЛПУ для оказания неотложной консультативной помощи

Стационар 04

4– 1 Журнал учета спирта, медикаментов, перевязочного материала. 04–2 Журнал регистрации внутрибольничных инфекций

04–3 Журнал регистрации листов нетрудоспособности

04–4 Журнал регистрации справок нетрудоспособности

04–5 Журнал выдачи листов нетрудоспособности в отделениях больницы

04–6 Журнал учета остродефитных медикаментов

04–7 Журнал учета стеклотары медицинского назначения

04–8 Журнал учета сильно действующих и наркотических медикаментов, средств 04–9 Журнал регистрации аварий и наблюдений за пострадавшими /ВИЧ– инфекция/

04–10 Журнал регистрации УЗД исследований

04–11 Журнал регистрации эндоскопических исследований

04–12 Журнал регистрации ЭКГ

04–13 Журнал регистрации ВКК

Перечень документации, необходимый для организации работы в амбулаторно-поликлинических условиях – КИЗах:

1. Индивидуальная карта амбулаторного больного (уч. ф. №025/у).

2. Журнал учета работы (уч. ф. №128/у).

3.Журнал учета инфекционных заболеваний (уч. ф. №060).

4.Журнал учета вызовов врачей на дом (уч. ф. №ОЗ1/у).

5.Экстренное извещение об инфекционном заболевании (уч. ф. №058/у).

6. Журнал регистрации пораженных педикулезом (уч. ф. №60/у).

7. Контрольная карта диспансерного наблюдения (уч. ф. №ОЗ0–3/у).

8. Стат. талон для регистрации заключительных диагнозов (уч. ф. №025–2/у).

9.Отчет о достижении инфекционных заболеваний (отч. ф. №1/2). 10.Журнал учета выезжающих и прибывших из жарких стран (уч– Ф– доведена приказом МЗ РБ №171 от 24.04.90г.).

На основании экстренных извещений, представляемых медработниками поликлиники (в т.ч. здравпунктов), в кабинете все больные и лица, подозрительные на инфекционное (паразитарное) заболевание, а также бактерио-, вирусо– и паразитоносители регистрируются в журнале учета инфекционной заболеваемости по нозологическим формам.

По этому журналу, а также на основании статистических талонов, заполненных на больных острыми инфекциями дыхательных путей и на больных гриппом, врач КПЗ ежемесячно не позже 4 числа, следующего за отчетным, за подписью руководителя учреждения представляет отчет в территориальный ЦЭП поф. №1.

Годовой отчет о работе КИЗа составляется по установленной форме. В нем отражаются итоги работы кабинета по всем направлениям.

Другие документы, ведение которых должна освоить медицинская сестра инфекционного стационара соответствуют медицинской документации соматических больниц.

Подготовка инструментария (ректоскоп, колоноскоп, пункционные иглы и др.) к исследованию и последующее обеззараживание.

Ректороманоскопия. Этот простой и доступный метод эндоскопической диагностики применяется для осмотра прямой и дистального отдела сигмовидной кишок в целях выявления патологии слизистой (воспалительные процессы, изъязвления, атрофия), злокачественных и доброкачественных опухолей, фистул, инородных тел.

Ректоскопический набор состоит из трех никелированных трубок длиной 20, 25 и 30 см, диаметром 2 см, а также одной «детской» трубки длиной 20 см и диаметром 1 см. Для каждой трубки имеется проводник – ламподержатель соответствующей длины, в конец которого ввинчивается электрическая лампочка. Важной частью ректоскопа является головка-держатель, в которой при помощи резьбового замка закрепляется одна из смотровых трубок. Внутри головки находится специальное контактное гнездо, куда ввинчивается ламподержатель. На головке-держателе расположена контактная втулка, которая служит для присоединения к ректоскопу ручки-переключателя. Проводник ввинчивается в гнездо ламподержателя, соединенного с ручкой ректоскопа, через которую проходит электрошнур. Наконечники электрошнура соединяются через понижающий трансформатор с электрической сетью. На ручке ректоскопа есть выключатель.

Ректоскоп снабжен мандреном, на внутреннем конце которого имеется опта с вырезом для ламподержателя (обтуратор). Смотровая трубка (тубус) плотно закрепляется у головки-держателя при помощи кольца. На наружно– боковой поверхности головки-держателя находится кран, к нему присоединяется Резиновая трубка от груши-баллона для нагнетания воздуха. В ректоскопический ^Р входят также окуляр и увеличительная лупа.

В последние годы в гастроэнтерологической практике используются ректоскопы с волоконным световодом модели РВС-1.

Перед проведением ректороманоскопии необходимо усвоить инструкцию техническому устройству ректоскопа и подготовке его к исследованию. лес приемлема для ректоскопии такая методика: две клизмы вечером (накануне) с последующим введением газоотводной трубки, легкий ужин (чай с печеньем), 2 клизмы утром с перерывом 30 мин и введение газоотводной трубки. Чаше достаточно двух клизм: одна – накануне исследования, другая – за 3–4 ч до него.

Наиболее удобным для введения тубуса ректоскопа является коленно-локтевое и коленно-плечевое положение, при котором происходит спонтанное расширение ампулы прямой кишки, сглаживание изгиба между ней и ректальным участком сигмовидной кишки, что значительно облегчает введение тубуса ректоскопа и осмотр слизистой оболочки. Если по какой-нибудь причине (сердечно-сосудистые заболевания, поражения суставов и др.) больной не может принять указанную позу, исследование проводят в положении его на правом или левом боку с приподнятым тазом и приведенными к животу бедрами.

Показания к ректороманоскопии: болевые и неприятные ощущения в прямой кишке, ложные позывы, тенезмы, поносы, длительные запоры, выделения из ануса крови, гноя.

Противопоказания очень ограниченны и встречаются редко: тяжелое общее состояние, острый инфаркт миокарда, инсульт, значительная декомпенсация сердечно-сосудистой системы, психические расстройства, перитонит, тромбоз геморроидальных узлов, острые воспалительные процессы в окружающей клетчатке и органах малого таза, выраженные стриктуры кишки, трещины заднего прохода.

Наиболее тяжелое осложнение ректороманоскопии – прободение прямой или сигмовидной кишки, чаще всего обусловленное неумелым, неосторожным обращением с ректоскопом. Большое значение имеет состояние стенки кишки. У здоровых людей она эластичная, легко растяжима и может выдержать определенное физическое давление. При многих заболеваниях (рак. язвенный колит, выраженная атрофия, выпадение прямой кишки), а также в старческом возрасте стенка кишки становится малоэластичной, истонченной и не может выдержать даже менее значительное физическое напряжение.

Забор крови для бактериологического исследования.

Бактериологические методы основаны на выделении микробов-возбудителей в чистой культуре путем посевов материала, взятого от больного, на искусственные питательные среды.

Забор материала для бактериологических исследований должен осуществляться до начала лечения этиотропными средствами, посев необходимо производить немедленно после забора материала непосредственно у постели больного. Если собранный материал нельзя направить в лабораторию, в него добавляют консервирующую смесь. При отсутствии последней материал нужно хранить в холодильнике при температуре +4 °С или на льду.

Посев крови лучше всего делать в начальном периоде болезни или в разгаре, сразу после озноба (наиболее выраженная бактериемия). Посев крови производится на жидкие питательные среды – сахарный, сывороточный, желчный бульон и др. Состав среды выбирается в зависимости от биологических особенностей возбудителя предполагаемой у больного инфекции. Чтобы избежать влияния бактерицидных свойств крови, ее необходимо разводить большим количеством среды, примерно в отношении 1:10. Обычно берут 10– 20 мл крови и засевают в колбу, содержащую 90– 180 мл среды. Переливать кровь из шприца в колбу надо над пламенем спиртовки, предварительно сняв иглу. Колбу с посевом направляют в лабораторию, а вечером и ночью помешают в термостат. При отсутствии питательной среды кровь собирают в стерильную пробирку с соблюдением таких же правил.

Посевы испражнений производятся при кишечных инфекциях (брюшной тиф, паратифы А и В, дизентерия, сальмонеллезы, эшерихиозы и др.), а также когда возникает подозрение на кишечные инфекции или имеются признаки поражения желудочно-кишечного тракта.

Забор испражнений (2–3 г) производится стерильным деревянным шпателем или стеклянной палочкой из судна, горшка, специального лотка, а также непосредственно из прямой кишки с помощью ватных тампонов, металлических петель или через трубку ректоскопа. В судне или горшке не должно оставаться следов дезинфицирующего средства, для чего ил необходимо тщательно промытъ горячей водой. Нужно стремиться взять слизь, гной, фибринные пленки, избегая примеси крови в связи с ее бактерицидным действием. Забор материала из прямой кишки не зависит от числа дефекации и может быть сделан в любой момент. Для забора материала петлей (тампоном) больного просят лечь на бок с приведенными к животу бедрами и ладонями развести ягодицы. Петля осторожным движением вводится в задний проход на глубину 5–6 см и также осторожно вынимается. Затем петля помещается в стерильную пробирку и направляется в лабораторию. Лучше всего сразу же сделать посев материала на питательную среду.

Мочу (20–30 мл) собирают в стерильную, плотно закрывающуюся посуду при помощи стерильного катетера после предварительного обмывания половых органов с мылом и ополаскивания их стерильным физиологическим раствором. У мужчин допустим сбор мочи при естественном мочеиспускании после туалета наружных половых органов (для посева используется вторая порция мочи).

Желчь (10–20 мл) забирается во время дуоденального зондирования. В отдельные стерильные пробирки собирают все три порции желчи (А, В и С). Конец зонда предварительно обрабатывают спиртом, затем после выделения 1–2 мл желчи (не используется для исследования) наполняют пробирки непосредственно через зонд или с помощью стерильного шприца. При наличии кислой реакции (примеси желудочного сока), хлопьев, белесоватого оттенка жидкости материал считается непригодным.

Промывные воды желудка (20–50 мл) собираются в стерильные банки после промывания желудка кипяченой водой без добавления натрия гидрокарбоната, калия перманганата и др.

Забор крови для серологической диагностики инфекционных болезней.

Сущность серологических методов исследования состоит в определении Роста титра антител в сыворотке крови больного по отношению к известному антигену, вводимому в серологическую реакцию. В клинической практике чаще всего используется РА (Видаля) и ее разновидности, РИГА, РСК. Забор крови для серологического исследования выполняется так же, как и при посеве, но в отличие от последнего его лучше осуществлять самотеком, а не шприцем Для этого берут иглу с более широким просветом и вводят в локтевую вену без шприца. В пробирку собирают 3–5 мл крови. При таком сборе эритроциты меньше травмируются и сыворотка крови реже бывает с явлениями гемолиза. После отстаивания и центрифугирования крови сыворотку с помощью пипетки переносят в другую пробирку или эпиндорф и хранят в холодильнике при температуре +4 °С до постановки реакции.

Поскольку иммунный ответ при большинстве инфекционных болезней развивается с 5–7-го дня, а максимальное нарастание антител происходит лишь в периоде реконвалесценции, серологические методы менее пригодны для ранней диагностики и используются главным образом в целях ретроспективной расшифровки этиологии уже перенесенного инфекционного заболевания. Однако кровь для серологических исследований берется и в первые дни болезни, что в дальнейшем дает возможность наблюдать за нарастанием титра антител в динамике заболевания. Повторные серологические исследования при бактериальных инфекциях производятся не раньше, чем через 5–7 дней. При вирусных заболеваниях берутся «парные сыворотки» с интервалом 10–12 дней н при нарастании титра антител в 4 раза подтверждается диагноз предполагаемого заболевания.

С внедрением в практику методов ИФА, РИА и других диагностическая ценность серологических исследований в острую фазу болезни значительно возросла.

Приготовление мазка и толстой капли крови при малярии.

Основной метод лабораторной диагностики малярии – обнаружение эритроцитарных паразитов в толстой капле или мазке крови. В практической работе исследуют преимущественно толстые капли, так как за один и тот же промежуток времени в толстой капле можно просмотреть в 30– 50 раз больший объем крови, чем в мазке, а следовательно, и количество плазмодиев в ней больше. К мазку обращаются лишь в тех случаях, когда видовую принадлежность найденных паразитов по толстой капле установить не удается. Для выявления возбудителей малярии кровь берут при первом же подозрении на эту инфекцию независимо от температуры тела (лучше всего во время лихорадки или сразу после озноба), поскольку паразиты циркулируют в крови и в интервале между приступами.

Предметные стекла, на которых готовят препараты, должны быть хорошо вымыты и обезжирены. Кровь берется с соблюдением правил асептики. Кожу пальца протирают спиртом и прокалывают стерильной иглой-копьем или толстой инъекционной иглой. Если кровь из мякоти пальца вытекает плохо, то больного просят сделать несколько энергичных движении рукой, кистью и слегка массируют палец. Первую выступившую каплю крови вытирают сухой ватой, затем палец поворачивают проколом вниз и ко второй капле прикасаются предметным стеклом.

Тонкие мазки крови приготавливают по методике, общепринятой для гематологических исследований. Мазок не должен доходить ни до конца, ни до краев предметного стекла. Поэтому капля крови должна быть диаметром не более 2–3 мм. Предметное шлифованное стекло, которым делается мазок, должно быть уже стекла, на которое наносят мазок. Для этого углы шлифованного стекла обламывают пинцетом. В целях приготовления мазка шлифованное стекло славят перед каплей крови под углом 45° и продвигают вперед до соприкосновения с ней. Когда кровь равномерно распределится между обоими стеклами, быстрым дви-жением делают мазок.

Для приготовления толстой капли крови на предметное стекло наносят каплю крови диаметром около 5 мм. Эту каплю размазывают иглой или углом предметного стекла в диск диаметром 10–15 мм. Толщина капли должна быть такой, чтобы сквозь нее можно было читать газетный шрифт Мазки не должны быть толстыми, поскольку после высыхания они растрескиваются и отстают от стекла. Обычно на стекло наносят 2–3 капли на некотором расстоянии одна от другой. Взятые капли должны быть отмечены. На обратной стороне стекла восковым карандашом указывается фамилия больного или соответствующий регистрационный номер.

Очень удобно наносить толстую каплю на влажный толстый мазок крови. В этом случае капля самостоятельно растекается в правильный диск. Простым карандашом на мазке делается маркировка препарата Такой препарат удобен еще и тем, что в мазке довольно хорошо сохраняется часть пораженных эритроцитов, а это важно для уточнения вида паразита. Преимущество данного метода в том, что капля, нанесенная на мазок, удерживается более прочно, чем нанесенная непосредственно на стекло.

Приготовленные толстые капли высушивают при комнатной температуре не менее 2–3 ч без какого-либо дополнительного подогревания во избежание фиксации крови. После высыхания капли на нее наливают краску Романовского– Гимза. разведенную как обычно (2 капли краски на 1 мл дистиллированной воды). Продолжительность окраски в среднем составляет 30– 45 мин. Окрашенную каплю осторожно ополаскивают водопроводной водой (сильная струя может смыть каплю) и просушивают в вертикальном положении. Фильтровальной бумагой ее высушивать нельзя. При окраске капли в водных растворах красок происходит выщелачивание гемоглобина из эритроцитов, вследствие чего в окрашенной капле эритроциты уже не видны. Из форменных элементов сохраняются лейкоциты и тромбоциты.

Мазки фиксируют, помещая их на 3 мин в метиловый или на 10 мин в 96% этиловый спирт. Зафиксированные препараты высушивают на воздухе, защищая от пыли и мух. Потом препараты помещают в специальный контейнер и окрашивают азур-эозиновым красителем по Романовскому – Гимза на протяжении 20– 30 мин.

По истечении этого срока контейнер подставляют под слабую струю воды и промывают. После того как из контейнера польется неокрашенная вода, остатки ее сливают и промывают еще раз. Не рекомендуется сначала сливать краску, а затем промывать мазок водой, поскольку пленка, образовавшаяся на поверхности красителя, может попасть на препараты и оказаться причиной Диагностической ошибки. Капля на мазке окрашивается так же, как толстая капля.

Промытые препараты высушивают и исследуют под микроскопом. В зараженных эритроцитах видны плазмодии малярии с голубой цитоплазмой и ярко-красным ядром. Нахождение плазмодиев малярии в крови больного является неоспоримым доказательством болезни.

Определение относительной плотности плазмы крови купросульфатным методом

При некоторых инфекционных заболеваниях, сопровождающихся дегидратацией (холера, сальмонеллезы и др.), возникает необходимость в проведении патогенетической терапии, направленной на восполнение имеющихся и продолжающихся потерь воды и электролитов (компенсаторная регидратация). Для определения объема вводимой жидкости можно пользоваться формулой Филлипса: 4-Ю3 (D – 1,025) X Р = V, где 4«103-коэффициент; D-относительная плотность плазмы больного; 1,025 – относительная плотность плазмы в норме; Р-масса тела больного, кг; V – необходимый объем жидкости, мл.

Наиболее удобен для определения относительной плотности плазмы (крови) купросульфатный метод, который можно использовать в любом лечебном учреждении. Для этого каплю крови или плазмы погружают в серию стандартных растворов медного купороса с плотностью 1016–1036, а цельной крови – 1036– 1076. Каплю следует опускать с высоты 1 см над поверхностью раствора. Если капля сразу же всплывает, то ее плотность меньше плотности раствора, если тонет – больше, а если остается во взвешенном состоянии в течение 3–4 с, то плотность ее равна плотности раствора.

Техника постановки и учет результатов внутрикожных аллергических проб.

Постановка внутрикожных аллергических проб. Одним вспомогательных методов при диагностике ряда инфекционных заболеваний является аллергический, предусматривающий введение аллергенов, которые представляют собой бесцветную прозрачную жидкость, полученную путем гидролиза микробной массы в кислой среде. Аллергические пробы основаны на повышенной чувствительности макроорганизма к возбудителю или его токсинам, специфичны и применяются для диагностики бруцеллеза, туляремии, токсоплазмоза, брюшного тифа, дизентерии, Ку-лихорадки, орнитоза и др. Преимущество этого метода перед другими в простоте и доступности выполнения в любых условиях.

В связи с малыми объемами препаратов, вводимых внутрикожно (0,1– 0,2 мл), для постановки аллергических проб необходимо применять туберкулиновые шприцы. После дезинфекции поверхности кожи спиртом (средняя часть ладонной поверхности предплечья) иглу вкалывают в толщу кожи параллельно ее поверхности. Введение препарата начинают после того, как срез иглы, который должен быть обращен вверх, будет полностью введен в кожу. При правильном внутрикожном введении на месте инъекции образуется небольшой беловатый, четко очерченный и плотный на ощупь пузырек («пуговка»), имеющий вид лимонной корочки и исчезающий через 10–15 мин.

Внутрикожная аллергическая проба у больного, сенсибилизированного к данному виду микроба или токсина, оценивается через 24 и 48 ч после введения аллергена, при этом учитываются размеры инфильтрата, а не гиперемии. Реакции делятся на резко положительную (повышение температуры тела, регионарный лимфаденит, диаметр инфильтрата более 6 см), положительную (общая реакция отсутствует, диаметр инфильтрата 3–6 см), слабо положительную (диаметр инфильтрата 1–3 см) и сомнительную (диаметр инфильтрата менее 1 см). Реакция считается отрицательной, если после введения аллергена появляется покраснение кожи (без отека), которое обычно исчезает в течение 1–3 ч. Пробы становятся положитель-ными, как правило, одновременно с серологическими реакциями или несколько раньше. Положительные внутрикожные пробы могут длительное время сохраняться у переболевших инфекционным заболеванием и у привитых (при туляремии).

Техника промывания желудка с лечебной и диагностической целью.

Производится с лечебной и диагностической целью для удаления из него недоброкачественной пищи, ядов, слизи. При этом используют принцип сифона. Для промывания желудка больной садится на стул, плотно прислонившись к его спинке, слегка наклонив голову вперед и разведя колени, чтобы между ногами можно было поставить таз или ведро. При наличии у больного съемных зубных протезов их необходимо удалить. Введение зонда может вызывать тошноту и рвоту, поэтому больного предупреждают, что манипуляция безопасна и безболезненна, а рвотные движения он может подавить, делая глотательные движения и глубоко дыша через нос. Для выбора длины зонда надо измерить расстояние от пупка до зубов (резцов), после чего прибавить расстояние в одну ладонь. Больной широко открывает рот, говорит «а» и глубоко дышит через нос. Быстрым движением ему вводят зонд за корень языка. Больной закрывает рот и делает несколько глотательных движений, затем зонд проталкивается по пищеводу. Если зонд выскочил или свернулся, его извлекают и, успокоив больного, вводят вновь. Зонд может попасть в гортань, тогда больной начинает Пкашлять. задыхаться, синеть и терять голос. В таких случаях зонд следует извлечь и ввести снова.

Промывание желудка состоит из двух фаз. Первая фаза: воронку держат на уровне колен больного, несколько наклонно, чтобы не ввести воздух в желудок, и начинают наливать в нее раствор, постепенно поднимая воронку выше уровня рта. Жидкость быстро проходит в желудок. Вторая фаза начинается тогда, когда вода доходит до горлышка воронки. Воронку опускают до уровня колен больного, пока жидкость не успела уйти из воронки, и ждут до наполнения ее содержимым желудка. Затем воронку опрокидывают над тазом и, как только жидкость перестает вытекать из воронки, ее вновь наполняют раствором. Процедуру повторяют до тех пор, пока вода не будет чистой. Для этого нужно 8–10 л воды или промывной жидкости.

При появлении прожилок крови в промывной жидкости процедуру надо прекратить.

Ослабленным больным промывание желудка делают в постели. Дм этого больного кладут на бок, а чтобы промывная вода не затекала в гортань, голову его надо уложить низко и повернуть набок.

Если больной не может проглотить зонд, желудок промывают бедующим способом: больному дают выпить 1–2 л теплой воды, и, если рвога е вступает, вызывают ее путем раздражения корня языка или глотки пальцем и тампоном. Процедуру повторяют несколько раз. Сп ^сли промывание желудка по поводу пищевого отравления сделали Тя какое~то время после отравления и часть пищи уже попала в кишечник, то при отсутствии частого жидкого сгула в конце промывания желудка необходимо ввести через зонд раствор солевого слабительного (60 мл 25% раствора магния сульфата).

Взятие мазков из зева и носа, смывов из носоглотки для бактериологической диагностики.

Посевы слизи из зева производятся при дифтерии, мснингококковой инфекции, ангине, острых респираторных вирусных заболеваниях, коклюше и других инфекциях. Тампон, с помощью которого забирается материал, должен быть заранее стерильным. Обычно ватный или марлевый тампон навертывается на деревянную палочку или проволоку из нержавеющего материала и опускается в пробирку.

Мазок из зева берут натощак или не ранее 2 ч после полоскания, питья либо еды под визуальным контролем с использованием шпателя, как при осмотре зева, не касаясь тампоном слизистых оболочек рта, языка, зубов. Корень языка придавливают книзу и кпереди шпателем, держа его левой рукой, а правой рукой осторожно вводят в ротовую полость тампон и снимают налет. Лучше всего снять налет или слизь на границе пораженного участка, где возбудителей больше, чем в других местах.

Перед взятием слизи из носа необходимо предварительно очистить нос (предложить больному высморкаться) сухим ватным фитилем и удалить корки. Тампон вводят в каждую ноздрю, плотно прикасаясь всеми сторонами его к стенкам и перегородке носа. Полученный материал с тампона немедленно высевается на соответствующие плотные питательные среды, а также наносится на предметное стекло, обводится стеклографом, подсушивается и направляется в лабораторию для микроскопического исследования.

Забор материала для риноцитологического исследования производится следующим способом. Небольшой ватный тампон на деревянной палочке, увлажненный физиологическим раствором, вводят в носовой ход на глубину 2–3 см, слегка прижимая всеми сторонами к слизистой оболочке нижней носовой раковины. Затем с тампона делаются отпечатки на чистом, обезжиренном эфиром предметном стекле. Границы отпечатков обводятся стеклографом. Отпечатки подсушиваются и направляются в лабораторию, где после специальной окраски при микроскопии в них определяются клеточный состав и характер внутриклеточных включений.

Мазки-отпечатки слизистой носа можно приготовить также на специальных пластинках из стекла или плексигласа. Пластинки должны иметь длину 70– 80 мм, ширину 5–6 мм, толщину 2–2,5 мм, закругленные и хорошо отшлифованные края. После обработки пластинки эфиром ее вводят в носовой ход на глубину 2–3 см, слегка прижимая к носовой перегородке. Выводят пластинку наружу также по носовой перегородке, стараясь не смазать отпечаток. Границы отпечатка отмечают стеклографом, подсушивают и направляют в лабораторию для дальнейшего исследования.

Для иммунофлюоресцентной диагностики (метод ускоренной диагностики гриппа и других ОРВИ в первые дни болезни) исследуемый материал обрабатывают сыворотками, содержащими специфические антитела, меченные флюорохромами. Соединение меченых антител с гомологичными антигенами сопровождается характерным свечением комплексов, выявляемых в люминесцентном микроскопе.

Смывы из носоглотки используются главным образом для выделения вирусов при гриппе, кори, краснухе, ветряной оспе и других вирусных инфекциях. Они производятся в первые дни болезни, когда возбудитель интенсивно размножается в эпителиальных клетках дыхательных путей. Больному предлагают прополоскать горло стерильным физиологическим раствором. Процедуру повторяют трижды, используя при этом каждый раз по 10–15 мл жидкости. Смывы собирают в широкогорлую стерильную банку. Кусочками стерильной ваты, захваченной пинцетом, протирают заднюю стенку глотки и носовые ходы. Ватные тампоны опускают в банку со смывом. Материал направляют в лабораторию для последующего изучения (вирусологический, иммунофлюоресцентный и другие методы исследования).

Методика забора материала и техника посева при кишечных инфекциях.

Посевы испражнений производятся при кишечных инфекциях (брюшной тиф, паратифы А и В, дизентерия, сальмонеллезы, эшерихиозы и др.), а также когда возникает подозрение на кишечные инфекции или имеются признаки поражения желудочно-кишечного тракта.

Забор испражнений (2–3 г) производится стерильным деревянным шпателем или стеклянной палочкой из судна, горшка, специального лотка, а также непосредственно из прямой кишки с помощью ватных тампонов, металлических петель или через трубку ректоскопа. В судне или горшке не должно оставаться следов дезинфицирующего средства, для чего их необходимо тщательно промыть горячей водой. Нужно стремиться взять слизь, гной, фибринные пленки, избегая примеси крови в связи с ее бактерицидным действием. Забор материала из прямой кишки не зависит от числа дефекации и может быть сделан в любой момент. Для забора материала петлей (тампоном) больного просят лечь на бок с приведенными к животу бедрами и ладонями развести ягодицы. Петля осторожным движением вводится в задний проход на глубину 5–6 см и также осторожно вынимается. Затем петля помещается в стерильную пробирку и направляется в лабораторию. Лучше всего сразу же сделать посев материала на питательную среду.

Забор материала для паразитоскопической диагностики.

Паразитоскопические исследования проводятся чаще для диагностики малярии, амебиаза, лямблиоза, балантидиаза, гельминтозов и другой паразитарной патологии. В качестве материала используются различные биологические среды, полученные от больных, в частности, кровь испаражнения, желчь и др.

Амебиаз. Балантидиаз.

Для обнаружения патогенных форм гистолитической амебы, балантидий исследуют только свежевыделенные испаражнения больного (не позднее 10–15 мин после дефекации). При невозможности немедленного исследования фекалии помещают в консервирующую жидкость в расчете 1 г фекалий на 3 мл консерванта следующего состава: 0,2% раствор азотнокислого натрия – 80 мл; формалин – 10 ил; раствора Люголя – 2 мл и глицерин – 2 мл (консервант Павловой) или консервант Барбагалло (смесь 3 частей формалина и 9 частей физиологического раствора хлорида натрия).

Малярия.

Основным методом лабораторной диагностики малярия является обнаружение эритроцитарных форм плазмодиев в толстой капле или мазке крови. Исследуют преимущественно толстые капли, так как за один и тот же промежуток времени в толстой капле можно просмотреть в 30–50 раз большее количество крови, чем в мазке, а следовательно, и количество плазмодиев в ней больше. Паразитоскопия мазка крови проводится с целью определения видовой принадлежности найденных паразитов, что по толстой капле установить не удастся. Кровь забирают при первом подозрении на эту инфекцию вне зависимости от температуры (лучше всего во время лихорадки или сразу после озноба), так как паразиты циркулируют в крови и в интервале между приступами.