Текст книги "Культура кактусов"

Автор книги: Сергей Батов

сообщить о нарушении

Текущая страница: 20 (всего у книги 30 страниц)

Opuntia salmiana 44

Opuntia ficus-indica 88

Selenicereus pteranthus 22

Astrophytum asterias 22

Echinocactus grusonii 22

Ferocactus acanthoides 22

Hamatocactus setispinus 22

Mammillaria bocasana 22

Mammillaria compressa 44

Mammillaria capensis 264.

Причем, чем более широко по видовому составу представлен род, тем больше случаев полиплоидии можно встретить среди его представителей. Даже в пределах одного ботанического названия или одной популяции встречаются полиплоидные экземпляры. Так, Ремски у некоторых экземпляров Mammillaria prolifera обнаружил кариотипы, доходящие до 2и=66, а у Mammillaria parkinsonii – до 2л=88 хромосом.

На кафедре генетики Московской Сельскохозяйственной Академии им.К.А.Тимирязева В.Х.Панкин провел исследования кариотипов Rhipsalis ramulosa и Astrophytum ornatum. Несмотря на то, что количество хромосом у этих далеких друг от друга в родственном отношении видов одинаково 2л=22, их внешний вид настолько различен, что В.Панкин делает предположение о возможности применения характеристик кариологических данных в определении систематического положения видов.

Для того, чтобы продолжить рассмотрение темы, автору необходимо хотя бы коротко ознакомить читателя с процессами, происходящими при делении клеток. Рост подавляющего большинства живых организмов связан с увеличением численности клеток в тканях путем деления.

Деление клеток происходит в два этапа: деление ядра – митоз* и деление цитоплазмы – цитокинез. Для нас наиболее важно рассмотреть механизм деления ядра и хромосом, в нем расположенных.

Биологический смысл митоза заключается в удваивании числа хромосом и в точном распределении идентичных дочерних хромосом с содержащейся в них генетической информацией между ядрами двух дочерних клеток. Таким образом, суть митоза сводится к двукратному увеличению численности хромосом. Этот способ деления ядра у растений был открыт в 1874 году И.Д.Чистяковым, а детальные исследования были выполнены несколько позже Э.Страсбургером.

В процессе митоза выделяют пять последовательных фаз: профаза, прометафаза, метафаза, анафаза и телофаза.

Непосредственно перед делением ядра белковая оболочка хромосом растворяется и двойная спираль ДНК распадается на две цепочки. Каждая из цепочек ДНК является матрицей для воссоздания парной цепочки. Свободные нуклеотиды занимают сопарные места и соединяются во вторую цепочку. Этот процесс напоминает синтез и-РНК (транскрипцию), с той лишь разницей, что цепочки ДНК расходятся полностью, происходит полное воссоздание сопарной цепочки и, следовательное, удвоение числа первичных молекул ДНК – этот процесс называется репликация. После репликации ДНК каждая хромосома состоит из двух сестринских хроматид. Хроматиды не свертываются в спираль, поэтому в ядре клетки, готовой к делению, видны не отдельные хромосомы, а клубок из тонких слабо спирализированных нитей.

В начале профазы хромосомы начинают скручиваться, вследствие чего укорачиваются и утолщаются. Хроматиды несколько отходят друг от друга, оставаясь связанными лишь центромерами – хромосомы приобретают А'-образную форму. К концу профазы происходит

Рис. 118. Схема митоза в гипотетической клетке, содержащей две хромосомы:

1. профаза – произошло удваивание молекул ДНК;

2. прометафаза – оболочка ядра разрушается, и хромосомы прикрепляются к нитям;

3. метафаза – хромосомы сосредоточены в области экватора;

4. анафаза – хромосомы отделяются друг от друга и отходят к полюсам;

5. телофаза – восстанавливается оболочка ядер, и начинается цитокинез.

* митоз – от греческого mltos – пить.

Рис. 119. Клетки апикальной меристемы

сеянца Parodia aureispina:

1. интерфаза;

2. профаза;

3. прометафаза;

4. метафаза;

5а. ранняя анафаза;

56. поздняя анафаза;

6а. ранняя телофаза;

66. поздняя телофаза;

7. молодые дочерние клетки.

растворение оболочки ядра, и хромосомы выходят в цитоплазму. В это же время появляются тонкие нити, отходящие от полюсов клетки к центромерам хромосом – образуется веретенообразная фигура.

В прометафазе цитоплазма в центре клетки разжижается, и хромосомы подходят к области экватора.

В метафазе хромосомы находятся упорядоченно в области экватора. В это время их можно подсчитать, изучить форму.

В анафазе хроматиды полностью отходят друг от друга, превращаясь в отдельно расположенные хромосомы. Нити веретена сокращаются, и хромосомы расходятся к полюсам клетки. Расхождение происходит быстро и одновременно, это хорошо видно под микроскопом в отраженном свете, т.к. в проходящем свете живые хромосомы видны плохо.

В телофазе хромосомы сосредотачиваются у полюсов, деспирализуются и вокруг них восстанавливается оболочка ядра.

Далее происходит деление двуядерной клетки в экваториальной области, образуются две дочерние клетки, вступающие в стадию интерфазы, характеризующуюся количественным ростом.

В отличие от вегетативного, половое размножение подразумевает объединение генотипов двух родительских организмов в одном потомственном. Но при слиянии двух вегетативных клеток неизбежно произойдет удваивание числа хромосом, при следующем слиянии – опять удваивание, и т.д. до бесконечности. Но этого не происходит. Половое размножение осуществляется путем слияния двух клеток, имеющих гаплоидный набор хромосом – такие клетки называются половыми клетками или гаметами. Половые клетки образуются в процессе редукционного деления—мейоза*.

При мейозе происходит два последовательных деления, первое – напоминает митотическое. Это деление ведет к увеличению числа клеток-предшественников половых клеток, что очень важно с репродукционной точки зрения, особенно при образовании мужских половых клеток, подавляющее большинство которых не участвуют в опылении и погибают.

* мейоз – – от греческого meiosis – уменьшение.

Рис.  120. Схема мейоза, иллюстрирующая образование четырех гашюидных половых клеток из одной дип-лоидной клетки.

Рис. 121. Генеративные органы и пыльца Lophophora williamsii:

1. завязь с семязачатками;

2. пыльник с пыльцой;

3. поперечный разрез зрелого пыльника;

4. пыльцевое зерно;

5. проросшая пыльца: а – вегетативная клетка; б – спермин; в – пыльцевая трубка.

Рис. 122. Форма семенных ножек:

1. очередная у Astrophytum asterias;

2. из одной точки у Thelocactus conothelos

3. гроздевидная у Parodia aureispina;

4. кистевидная у Erdisia quadrangularis.

Фото 547 – 548. Семенные ножки и семязачатки Myrtillocactus cochal (547) и Stenocereus alamosensis (548)  в еще не распустившихся цветках. Уже на этой стадии развития характерный рисунок верхнего интегумента различим хорошо.  (по Gibson и Horak)

Однако есть одно значительное отличие: если в анафазе митоза происходит полное разделение дочерних хроматид и отхождение их к полюсам клетки, то в анафазе I мейоза центромера не делится, хроматиды не разъединяются, а к полюсам расходятся целые гомологичные хромосомы каждой пары. Таким образом, в каждой дочерней клетке уже содержится гаплоидное число хромосом, но каждая такая хромосома состоит из удвоенной молекулы ДНК, поэтому количество молекул ДНК соответствует их диплоидному набору.

Второе деление мейоза – подлинно редукционное.

В короткой интерфазе между двумя делениями синтез ДНК не происходит. Профаза,

Фото 549. Микрофотография семязачатка Parodia majranana: А – антиподы

ВИ – внутренний интегумент ВЯ – вторичное ядро (в данном

случае представлено одной дву-

ядерной клеткой) ЗМ – зародышевый мешок М – микропиле Н – нуцеллус

НИ – наружный интегумент О – обтураторы С – синергиды

Ф – фуникулюс (семенная ножка) X – халаза ЯК – яйцеклетка

метафаза, анафаза и телофаза второго мейотического деления проходят аналогично митозу, но, т.к. удваивания молекул ДНК не произошло, в дочерние клетки попадает лишь по одной гомологичной хроматиде, которые после восстановления ядер именуют хромосомами.

Кактусоводу как человеку, непосредственно связанному с частью живой природы, необходимо понимать и осознавать разницу между бесполым и половым размножением. Если в первом случае можно ожидать полной похожести материнского и дочерних растений, то во втором наблюдается сильная изменчивость как в пределах одного потомства, так и внутри популяции, что в свою очередь ведет к образованию новых форм, разновидностей, видов и т.д.

При мейозе с образованием мужских половых клеток из одной диплоидной клетки образуются четыре сперматоцита, впоследствии превращающиеся в спермин.

При мейозе с образованием женских половых клеток тоже образуются четыре гаплоидные клетки, но лишь одна из них является подлинно половой – это яйцеклетка. Три других клетки называются сателлитами. Они очень мелкие и в оплодотворении не участвуют.

Спермин располагаются попарно в пыльцевых зернах. Там же находится одна вегетативная клетка, из которой в будущем образуется пыльцевая трубка.

В среднем, в одном пыльнике образуется от 40 до 200 пыльцевых зерен. Количество же тычинок в цветках кактусов редко меньше 10, у некоторых видов может достигать 50 – 80. Число же семязачатков в завязи, даже у мелкосеменных видов, не превышает сотни. Таким образом, число спермиев в сотни раз больше числа яйцеклеток.

Яйцеклетка с сателлитами находятся в зародышевом мешке, представляющем основную часть семязачатка. Семязачаток имеет более сложное строение, т.к. именно здесь завязывается и растет зародыш и питающие его ткани семени, поэтому следует несколько подробнее остановиться на его строении.

Как уже было сказано в предыдущей главе, внутри завязи образуется полость, по стенкам которой проходят проводящие сосуды, переходящие в отрастающие от стенки завязи семенные ножки – фуникулюсы. Фуникулюсы могут располагаться последовательно один за другим (например, Astmphytum) или отходить по нескольку от одной точки (например, Thelocactus). У некоторых кактусов они расположены гроздью (например, Parodia) или кистью (например, Erdisia).

К семенной ножке прикреплен семязачаток или семяпочка. Семязачаток покрыт двумя оболочками – интегументами, причем верхняя оболочка уже имеет характерный рисунок из выростов, бороздок, бугорков и углублений, т.е. рисунок семенной кожуры закладывается уже на этой стадии.

Под интегументами расположен нуцеллус с полостью, называемой зародышевый мешок. Последний связан с завязью крошечным отверстием – микропиле, обрамленным выростами внутреннего интегумента – обтураторами. Место схождения нуцеллуса, интегументов и

Рис. 123. Камера для исследования биологических процессов под микроскопом:

1. большое предметное стекло

2. боковые стекла, приклеенные к покровному стеклу резиновым клеем; щели тоже проклеиваются;

3. рабочая полость; после помещения препарата закрывается покровным стеклом

фуникулюса называется – халаза.

В зародышевом мешке ближе к микропиле находится яйцеклетка и сателлиты, в противоположном халазном конце – несколько клеток антиподов. В центре мешка лежит центральное или вторичное ядро, образованное двумя клетками. Эти клетки могут сливаться в одну, образуя двуядерную клетку. Как показывают последние наблюдения, в формировании вторичного ядра участвует одна сателлитная и одна антиподная клетки.

Ввиду того, что зародышевый мешок развивается из одной клетки —мегаспоры, обладающей гаплоидным набором хромосом – все клетки зародышевого мешка тоже имеют гаплоидный набор хромосом.

Пыльца, переносимая животным-опылителем, реже ветром, попадает на рыльце пестика, раздражает его ворсинки и вызывает выделение богатого гиббереллинами, простыми сахарами и другими биологически-активными веществами сока и набухает. Наружная оболочка пыльцы – экзина лопается, а внутренняя оболочка – интина, благодаря, прежде всего, высокому уровню Сахаров (до 30%) и гиббереллиновых гормонов в соке, вытягивается в пыльцевую трубку. На конце пыльцевой трубки находится вегетативная клетка, а за ней – пара мужских клеток. Пыльцевая трубка растет по направлению к центру столбика пестика и, проникнув туда, удлиняется и достигает завязи.

В завязи пыльцевая трубка изгибается и проходит через микропиле одного из семязачатков в семенной мешок. Спермин разрывают стенку трубки и сливаются: один с яйцеклеткой, а второй с вторичным ядром, образуя клетку с триплоидным набором хромосом. Эта клетка дает начало питательной ткани семени – эндосперму.

У кактусов эндосперм поглощается зародышем на ранних стадиях его развития. Запас питательных веществ откладывается в перисперме – ткани, образованной из клеток нуцеллуса.

Ввиду того, что просвет столбика пестика не способен «пропустить» сразу все пыльцевые трубки попавшей на ральце пыльцы – процесс оплодотворения всех семяпочек растягивается во времени.

Стоит также отметить, что чрезмерная влажность воздуха отрицательно влияет на оплодотворение, т.к. пыльца начинает прорастать уже в пыльниках.

Для любопытного читателя небезынтересно будет узнать, что у различных кактусов по-разному проходит динамика продвижения пыльцевых трубок к семязачаткам. Так у представителей рода Parodla пыльцывые трубки вначале проникают в более ближние ко входу в завязь семяпочки, а у Astrophytum sp.sp., наоборот, проходят до дна завязи и, загибаясь вверх, начинают проникать в нижние семязачатки.

Рис. 124. Семязачаток Parodia aureispina до проникновения семенной трубки (А) и после оплодотворения (Б).

Суть полового размножения сводится к соединению генетической информации от разных родительских пар в потомстве, однако, некоторые виды и даже роды (например, Melocactus) выработали способность оплодотворять яйцеклетки спермиями из собственного цветка – т.е. самоопыляться. Казалось бы, что генетическая информация у родителя и потомков идентична. Однако это далеко не так, и об этом будет сказано в главе, посвященной генетике и селекции. Здесь же необходимо отметить, что растения одного потомства, выращенные из семян, завязанных при самоопылении, способны скрещиваться между собой, в отличие от вегетативных потомков одного материнского растения.

Самоопыление в семействе Cactaceae довольно широко распространено. Здесь можно встретить даже такую крайнюю форму самоопыления, как опыление без открытия цветка – клейстогамия. Нередки случаи, когда в норме несамоопыляющиеся виды способны завязывать семена при опылении собственной пыльцой. Более того, в зависимости от условий внешней среды и от состояния растения можно наблюдать самоопыление у экземпляров, не являющихся самоопыляемыми.

Прорастание пыльцы и проникновение семенной трубки в семязачаток проходит очень быстро. В качестве примера автор проводил хронометраж этих процессов у Parodia aureispina.

Полностью раскрытый цветок этого кактуса отделялся от стебля и освобождался от лепестков и тычинок. Пестик разрезался вдоль, помещался в специально изготовленную камеру и закрывался покровным стеклом.

От другого цветка отделялась тычинка, и ею проводилось опыление путем прямого контакта пыльника и рыльца пестика в камере. Момент контакта являлся точкой отсчета времени.

Препарат закрывался покровным стеклом и изучался под микроскопом при увеличении в 600 раз. На 8 препаратах было сделано 6 – 8 повторных опылений. Усредненные результаты 59 измерений:

Рис. 125. Один из методов стимулирования самоопыления – «прививка пестика»:

рыльце пестика одного из цветков опыляют пыльцой, взятой от другого цветка (А). Через 10 – 15 минут опыленное рыльце срезают и «прививают» на столбик пестика цветка, из которого была взята пыльца (Б).

через 7 – 10 минут после опыления пыльцевое зерно сильно набухало, увеличиваясь в размере более чем в два раза, рубчики на пыльце исчезали. Это продолжалось около пяти минут. Потом пыльцевое зерно лопалось и из него выходила пыльцевая трубка. Через 77 ± 12 минут пыльцевая трубка проникала в завязь и подходила к ближайшим семязачаткам. Причем пыльцевая трубка прорастала строго по каналу столбика пестика несмотря на то, что в данном эксперименте канал имел вид желоба, и пыльцевая трубка могла выйти за его пределы;

через 1 минуту ± 10 – 15 секунд после входа пыльцевой трубки в микропиле начиналась редукция ткани обтураторов и на третьей минуте после проникновения пыльцевой трубки в семязачаток они полностью разглаживались, закрывая собой просвет микропиле. Еще через 1,5 – 2 минуты семенная ножка сильно изгибалась и заворачивалась.

Можно подсчитать среднюю скорость роста пыльцевой трубки. Если у Parodia aureispina длина столбика пестика, в среднем, равнялась 15 мм, завязи – 4 мм, диаметр пыльцы – 0,05 мм, а первоначальный диаметр пыльцевой трубки – 0,01 мм, то пыльцевая трубка вырастает на расстояние, превышающее длину пыльцы примерно в 380 раз за 60 – 90 минут. Для растительного объекта это – огромная скорость, превышающая даже скорость отрастания корневых волосков. Естественно, что без определенного уровня гормональных, питательных и энергетических веществ это было бы невозможно.

Посмотрим, можно ли регулировать процесс опыления. Выделим два параметра:

1. подготовленность рыльца пестика к опылению;

2. способность пыльцы активизировать железистый эпидермис рыльца пестика и прорастать.

Разберем эти показатели подробнее.

Естественно, что пестик, в частности его рыльце с недоразвитым железистым эпидермисом, не может обеспечить пыльцевое зерно достаточным количеством необходимых веществ. Степень подготовленности рыльца пестика положительно корреллирует со степенью его раскрытия (в морфологических пределах), хотя при определенных условиях готовое к опылению рыльце не всегда бывает полностью раскрытым. Так в культуре цветки различных Turbinicarpus sp.sp., Parodia sp.sp., Gymnocalycium sp.sp. удавалось опылить и при не полностью раскрытых рыльцах пестика в случае их принудительного открытия. В природе это, конечно, маловероятно.

Немаловажным является, откуда попадает пыльца на рыльце пестика. Подавляющее количество кактусов имеют цветки, обладающие автостерильностью – невосприимчивостью к собственной пыльце. Для успешного оплодотворения требуется пыльца другого, генетически отличного экземпляра. Процесс переноса пыльцы с одного цветка на другой называется перекрестным опылением.

В культуре роль опылителя выполняет коллекционер. Для перекрестного опыления используют тонкую кисточку с мягким волосом: проводят по пыльникам цветка одного экземпляра, а затем – по рыльцу пестика другого цветка. Процедуру повторяют 2 – 3 раза и, если цветок открыт более одного дня – то через день.

В условиях умеренного климата время опыления не играет особой роли, однако следует учитывать, что в природе сбор нектара животными-опылителями, т.е. и опыление, проходит при более низких суточных температурах, во всяком случае, не в полдень.

Второй способ искусственного перекрестного опыления: тонким пинцетом отрывают несколько тычинок от одного цветка и их пыльниками опыляют рыльце пестика другого. Опыление повторяют, как и при первом методе.

Таким образом, для перекрестного опыления необходимо иметь два цветущих одноименных кактуса. В действительности же в коллекции трудно ожидать одновременного цветения у всего лишь двух экземпляров. И чем сложнее культура вида, тем более несовместимы периоды цветения отдельных экземпляров, поэтому для успешного перекрестного опыления кактусовод должен иметь 4 – 10 растений одного наименования.

Что же делать, если в коллекции находится единственный экземпляр очень ценного для кактусовода растения или если из нескольких экземпляров упорно зацветает лишь один? Решений у этой проблемы несколько.

Во-первых, собственно оплодотворение не зависит от места взятия пыльцы. Проиллюстрировать этот факт можно следующим экспериментом: рыльце пестика цветка одного экземпляра опыляют пыльцой цветка другого экземпляра, столбик срезают и «прививают» способом простого наложения на столбик пестика цветка, из которого была взята пыльца. При соблюдении соответствующих температурно-влажностных параметров с большим коэффициентом вероятности можно добиться успешного «самоопыления».

Этот опыт носит чисто научный характер, т.к. на практике гораздо проще произвести традиционное перекрестное опыление, но и в действительности его можно применить, когда второй цветок, из которого берется рыльце, принадлежит другому виду.

Методика «прививки пестика» несложная:

– от цветка, где хотят получить семена (назовем его акцептором) берут пыльцу и опыляют ею другой цветок (назовем его донором)',

– за те 10 – 15 минут, отведенные для набухания и прорастания пыльцы, у цветка-акцептора удаляют пыльники и часть венчика;

– острым лезвием у цветка-донора срезают столбик пестика на высоте 1/4 – 1/3 его длины от рыльца и переносят к цветку-акцептору;

– столбик пестика цветка-акцептора срезают как можно ближе к завязи, но так чтобы диаметры частей прививки совпадали;

– растение-акцептор закрывают колпаком и переносят в затененное место для поддержания оптимального уровня температуры и влажности;

– примерно через полтора-два часа остатки венчика поднимают над завязью и стягивают их ниткой.

Можно сделать вывод, что автостерильность определяется неспособностью пыльцы раздражать железистые ткани рыльца пестика своего же цветка. Поэтому ставится задача либо стимулировать рыльце пестика выделять «энергетический» сок, либо обеспечить пыльцу необходимыми веществами, обеспечивающими прорастание и рост пыльцевой трубки.

Один из способов – стимулирование образования сока путем раздражения рыльца пестика пыльцой другого кактуса, заведомо не способной оплодотворить яйцеклетки. С этой целью используют пыльцу различных переский, опунций, астрофитумов или хаматокактусов. С меньшей долей успеха можно использовать пыльцу и других неродственных видов. Примерно через 10 – 15 минут после первого опыления проводят повторное опыление, но уже собственной пыльцой.

По результатам сравнительных опытов, проведенных автором, осеменяемость при подобном опылении колеблется от 30 до 60% по сравнению с кактусами, оплодотворенными путем искусственного перекрестного опыления.

Другой способ преодоления автостерильности – травмирование железистой ткани рыльца пестика. Для этого остро отточенной иглой надсекают лопасти рыльца пестика от центра к периферии и через 5 минут проводят опыление своей же пыльцой. Максимальная эффективность этого способа в опытах автора равнялась 83% по сравнению с традиционным перекрестным опылением.

Третий способ. Вспомним о нектароносных колючках, выделяющих сок, богатый не только сахарами, но и гормонами. Качественный гормональный состав этого сока детально еще не изучен, но по результатам биологических проб можно сделать заключение, что в нем находится довольно много гибберелловых гормонов. В настоящее время уже селекционировано несколько линий хаматокактусов, нектароносные колючки которых выделяют максимальное количество этого биологически-активного сока.

Сок наносят на рыльце пестика непосредственно перед опылением, стараясь не попасть на входное отверстие столбика, во избежание его закупоривания густым соком. После чего проводят самоопыление.

По эффективности этот метод приближается к перекрестному опылению, однако в опытах автора стимулирование прорастания пыльцы соком Hamatocactus setispinus носило избирательный характер. Так, совершенно не прорастала пыльца мелкосеменных Parodia sp.sp., Blossfeldia sp.sp. и Strombocactus sp., не было достигнуто положительного результата и на Pyrrhocactus sp.sp. и Discocactus sp.sp., но великолепно самоопылялись кактусы из таких специализированных родов, как Ariocarpus, Aztekium, Obregonia, Turbinicarpus, Leuchtenbergia, не говоря уже о Gymnocalycium, Mammillaria, Lobivia, Notocactus, крупносеменных Parodia.

Наряду с соком из нектароносных колючек прорастание пыльцы стимулирует кашица из

завязи цветков. Автору удалось добиться 27 – 33% завязывания семян при самоопылении Gymnocalycium moserianum и Parodia aureispina, прорастание пыльцы которых стимулировалось кашицей из растертых завязей и нектарных камер цветков Hamatocactus setispinus и Glandulicactus uncinatus.

Самоопыление у Parodia aureispina и P.sanagasta было достигнуто и при обработке рыльца пестика раствором гибберсиба при концентрации 10 – 50 мг/л для первого и 10 – 80 мг/л для второго вида. Нормально развивающихся семязачатков было 6 – 22 % от их общего числа. Естественная всхожесть семян (без стимулирования прорастания) достигала 43% у P.aureispina и 58% у P.sanagasta.

Как видно из приведенных примеров, процент оплодотворения при искусственно вызванном самоопылении у несамоопыляющихся кактусов ниже, порой значительно ниже, чем при перекрестном опылении. Невелика и естественная всхожесть семян. Но что же делать, если в коллекции имеется только одно растение? Редкое, ценное, желанное, но одно! Или же в коллекции содержатся разновозрастные, либо не дружно цветущие экземпляры – неужели же кактусовод опустит руки и будет бессильно любоваться единственным цветком?

Могут возразить, что подобные растения можно размножать вегетативным путем. Но, во-первых, не все кактусы активно образуют боковые побеги и, во-вторых, маточная культура – это все-таки шаг назад. Будет упущен не один вегетационный сезон, в то время как из 5 – 10 сеянцев, полученных при искусственно вызванном самоопылении, можно вырастить великолепные экземпляры, способные к перекрестному опылению.

Влияют ли факторы внешней среды на опыление и оплодотворение, ведь эти процессы занимают ничтожно малый промежуток времени. Интересные опыты по определению влияния факторов внешней среды на цветение и завязывание семян в природных условиях проводил R.A.Johnson на материале Echinomastus erectocentrus v.acunensis. Из его работ можно сделать следующие выводы:

1. прорастание пыльцы проходит активнее при снижении температуры воздуха и солнечного освещения, т.е. в вечернее, ночное или утреннее время;

2. повышенная влажность воздуха (в природных условиях до 37%) стимулирует процессы опыления;

3. температурный и световой факторы влияют на раскрытие рыльца пестика, т.е. на подготовленность железистой ткани рыльца к выделению сока;

4. при неизменных температурных и световых условиях прорастание пыльцы происходит активнее на рыльцах пестиков «молодых» цветков у Echinomastus erectocentrus v.acunensis, в начале периода цветения, что, по-видимому, связано со старением железистой ткани рыльца пестика.

Автор проводил опыты по влиянию температурных параметров на процессы опыления Gymnocalycium asterium v.minor в культуре и получил совершенно неожиданные результаты: при умеренном солнечном освещении, 8-мичасовом световом периоде и температуре воздуха +15 – + 18 °С яйцеклетки кактусов из опытной группы опылялись собственными спермиями.

Было проведено несколько повторных опытов как в течение одного вегетационного периода, так и" в течение нескольких лет. Причем чем сильнее было освещение, чем более широко был открыт цветок, тем более низкая температура и более короткий световой период стимулировали прорастание собственной пыльцы. Так экземпляры, открывшие цветки при ярком солнечном свете в июле, самоопылялись, будучи перенесенными в условия с температурой +8 °С и освещаемые 25-тиваттной лампой накала.

Как уже отмечалось выше, в коллекциях, где содержится всего лишь по паре одноименных экземпляров, возникает проблема, связанная с недружностью цветения. Один из способов ее преодоления – стимулирование самоопыления – уже описан, другой способ практикуемый кактусоводами – сохранение пыльцы путем ее охлаждения.

В этом случае на тонкую укороченную до 5 см кисточку или же на ватный тампон, намотанный на спичку, собирают пыльцу. Кисточку или спичку втыкают в резиновую пробку пенициллинового пузырька* и закрывают этой пробкой стерильный пузырек. Пыльцу хранят в холодильнике при температуре +8 – +10°С.В опытах автора пыльца сохраняла активность около двух недель, по некоторым литературным данным – до месяца и несколько более.

Автор практикует и другой несколько отличный способ: у цветущего кактуса полностью

* пеницихлшюеый пузырек —рабочее название стеклянной посуды объемом 10мл, предназначенной дт хранении антибиотиков и других лекарственных препаратов. Такие пузырьки очень удобны для хранения пыльцы, семян или других биологических образцов.

срезается цветок, лепестки стягивают ниткой, цветок помещают в пенициллиновый пузырек и хранят в уже описанных условиях. Опыление проводят после нагрева препарата до комнатной температуры (примерно через час) непосредственно оторванной тычинкой.

Период эффективного хранения пыльцы определялся по ее активности на биотестах при прорастании 50% пыльцевых зерен в стандартной среде Мурасиге-Скуга. В опытах автора этот показатель колебался от 1 – 2 недель (Rebutia senilis, Aylostera heliosa) до 8 месяцев (Ariocarpus retusus).

Автором проводились опыты по криогенному консервированию пыльцы Ariocarpus trigonus жидким азотом по методикам, разработанным для большинства сельскохозяйственных культур. Естественно, что в домашних условиях подобные эксперименты ставить не целесообразно ввиду их опасности.

Так как в доступной литературе автору не удалось встретить упоминаний о подобных работах, с целью удовлетворения любопытства читателя будет не лишним сказать несколько слов о методике криогенного консервирования пыльцы.

В качестве охлаждающего агента используется жидкий азот, таким образом, хранение пыльцы осуществляется при температуре -196 °С. Обычно при замораживании живых клеток экспериментатор сталкивается с проблемой повреждения клеток образующимися кристаллами льда, либо с проблемой обезвоживания клеток. И чем крупнее клетки, чем больше их вакуоли, тем менее успешно проходит процесс замораживания. Находящиеся в пыльце клетки самой природой уже подготовлены к длительному нахождению в неблагоприятных условиях – ив спермиях, и в вегетативной клетке содержится минимальное количество воды, да и размер их ничтожен по сравнению с типичной меристематической клеткой.

Для предотвращения образования в цитоплазме центров кристаллизации клетки насыщают веществами с большой вязкостью. Наиболее часто применяемыми криопротекторами при замораживании растительных клеток являются глицерин, ДМСО, глюкоза, сахароза. При замораживании спермы животных используют яичный белок, лигнин.

Автор проводил сравнительные опыты по применению различных криопротекторов, используя также криопротекторы, типичные для клеток животного происхождения. Наибольший защитный эффект проявлялся при использовании смеси глицерина с ДМСО в равных частях, чистого яичного белка, смеси глюкозы и ДМСО в равных частях.

Немаловажен вопрос скорости охлаждения. Так чем крупнее клетка, тем меньше должен быть этот показатель. К примеру, мелкие каллюсные клетки обычно замораживают со скоростью 1 – 4 °С в минуту, а более крупные вакуолизированные – не более 0,5 °С в минуту. Клетки пыльцы опять-таки лучше других приспособлены к подобной процедуре. В опытах автора отделенные пыльники смешивались с криопротектором в соотношении 1 : 3, смесь засасывалась в стеклянный капилляр и на 15 минут помещалась в камеру с жидким азотом при температуре -70 °С. После предварительного охлаждения капилляры помещались в литровые сосуды Дюара, наполненные жидким азотом.