Текст книги "Культура кактусов"

Автор книги: Сергей Батов

сообщить о нарушении

Текущая страница: 10 (всего у книги 30 страниц)

образование придаточных корней на стебле Trichocereus neolamprochlorus как ответная реакция на инъекцию НУК в смеси с ДМСО (238).

Фото 236 – 237. Влияние ауксиновых гормонов на стимуляцию корнеобразования у кактусов: клонирование Pediocactus bradyi на среде, содержащей 5,5 мг/л гетероауксина (236);

клоны Pediocactus bradyi (237), выращиваемые в течение девяти месяцев на средах с гетероауксином (слева) и без гетероауксина (по P.Clayton);

Применяя гетероауксинкалиевую соль, следует учитывать степень лигнификации древесной ткани центрального цилиндра черенков в месте среза: черенки с одревесневшим камбиальным кольцом замачивают в растворе гетероауксинкалиевой соли (200 – 250 мг/л) в течение 16 – 24-х часов; полуодревесневшие – при концентрации 150 – 200 мг/л в течение 12 часов; мягкие, травянистые замачивают 6 – 8 часов в растворе при концентрации 50 – 70 мг/л. Замачивание производят при температуре около +20 °С при рассеянном неярком свете, полумраке, что стимулирует открытие устьиц и повышает проницаемость раствора в проводящие ткани центрального цилиндра черенков за счет увеличения транспирации воды.

Для замачивания семян используют раствор гетероауксинкалиевой соли из расчета 70 мг на 1 л воды в течение 6 – 8 часов при +20 – +22 °С.

При пересадке кактусов, когда приходится удалять значительное количество больных или мертвых корней, корнеобразование можно стимулировать корневыми ваннами путем погружения растения по корневую шейку в раствор гетероауксинкалиевой соли из расчета 150 мг на 1л воды на 24 часа. В случае использования химически чистого гетероауксина приведенные концентрации растворов снижают на 30 – 40%.

По результатам экспериментов было установлено, что обработка кактусов раствором ИУК при концентрации 10 – 100 мг/л повышает скорость всасывания воды в 2 – 3 раза. А при замачивании семян в растворе с концентрацией 40 – 50 мг/л ИУК повышается их всхожесть.

Рис. 66. Некоторые гормоны гиббереллинового ряда.

Второй группой стимулирующих фитогормонов являются гиббереллины. В 1926 году Е.Куросава выделил из культуры гриба Gibberellafujikuroi вещество, стимулирующее рост клеток*. Однако, если вспомнить политическое состояние Японии в те годы, то можно понять, почему информация об этих гормонах получила широкое распространение лишь через два десятка лет. Из всех, а их известно около 60-ти, только 20 гормонов гиббереллинового ряда синтезируются в тканях высших растений, остальные являются продуктами жизнедеятельности грибов и микроорганизмов. Гиббереллины традиционно обозначаются символами «А» (в латинском написании) или «ГК» с соответствующим порядковым индексом.

Синтез гиббереллинов проходит в фотосинтезирующих тканях, в верхушках корня и стебля, в растущих зародышах, в растущих бутонах и цветах. Основа действия гиббереллинов обусловлена стимулированием роста клеток за счет увеличения их объема. Такой рост клеток и тканей называется «рост растяжением». Благодаря росту растяжением происходит прорастание семян, удлинение стебля**, рост бутона и открытие цветка, разрастание завязи. С другой стороны, гиббереллины подавляют как образование, так и рост корня, хотя относительный ток воды и питательных веществ через корень возрастает.

Химическая формула гиббереллинов определяется местом их синтеза в растениях. Наиболее известный и распространенный гиббереллин – гибберелловая кислота (А3, ГК3), синтез которой происходит в зеленых частях растения. В незрелых семенах образуется А4 (ГК4), которая транспортируется к клеткам завязи.

Пыльца растений тоже богата этими гормонами. Благодаря гиббереллинам микроскопическая пыльца прорастает, образуя пыльцевую трубку длиной в несколько сантиметров. После успешного опыления и оплодотворения происходит отток гиббереллинов из пыльников в завязь. Интересно, что при «опылении» пестика цветка гиббереллиновым гормоном можно добиться образования бессемянных плодов. В истории кактусоводства подобные опыты проводились над некоторыми видами «сельскохозяйственных» опунций***.

Дать точную рекомендацию по применению различных концентраций гиббереллинов трудно, т.к. в растении они образуются в очень небольших количествах, а внесенные извне быстро связываются в комплексы с углеводами, в частности с сахарами, и переводятся в неактивные формы. Однако совершенно недопустима передозировка гиббереллинов, т.к. это приведет прежде всего к торможению роста корневой системы и отмиранию наиболее молодых корней.

* результат деятельности гибберелловых грибов наверное видел каждый, кто прививал кактусы: при не соблюдении условии чистоты среза открытые паренхимные клетки разрастаются в виде бесформенных наростов, которые по мере созревании гибберелловых грибов темнеют и чернеют.

** при одностороннем освещении кактусов может наблюдаться не только положительный фототропизм стебля,

обусловленный ауксинами, но и этиоляция – вытягивание и утончение стебля за счет повышения концентрации гиббереллинов в тканях и клетках.

*** плоды некоторых видов опунций, в частности Opuntiaficus-indica, пользуются большой популярностью у местного населения. Эти фрукты называются «prickly pear» – колючая груша.

Обычно растения обрабатывают гиббереллинами путем опрыскивания, нанесением пасты, реже путем инъекции. За исходную точку при опрыскивании кактусов следует принять концентрацию 3 – 5 мг/л.

В зрелых семенах, выдержанных в холодных условиях, повышается концентрация гиббереллинов, ввиду высвобождения их из комплексов. При замачивании не прошедших стратификацию* семян в растворе гибберелловой кислоты (А3) из расчета 10 мг на 1 л воды в течении 24 часов гормон проникает в ткани семени и повышает всхожесть семян.

В 70-х годах отечественными биохимиками был разработан препарат, в который входит комплекс природных гиббереллинов. Препарат, получивший название гибберсиб, более эффективен, чем гибберелловая кислота.

Гибереллины взаимодействуют с ауксинами, в результате чего активизируется их распространение по тканям растения как вверх, так и вниз по стеблю и корню. Как показали опыты, проведенные над некоторыми опунциями, при обработке стеблей этих кактусов раствором гиббереллина (0,00025%) и гетероауксина (0,001%) обменные процессы смещались в сторону расщепления энергетических веществ (крахмала и полисахаридов), образования растворимых углеводов, повышалась активность фотосинтетических процессов и накопление Сахаров в зеленых тканях. Внешнее проявление подобных реакций – увеличение растительной массы опунций на 37 – 59%**.

Как и ауксины, гиббереллины нестабильны на свету, поэтому сильный свет тормозит синтез этих гормонов и, наоборот, недостаток освещения способствует более интенсивному образованию гормонов гиббереллинового ряда. Таким образом, этиоляция стебля растений связана не только с недостаточным образованием хлорофилла, но и с чрезмерным синтезом и накоплением гибберелловых гормонов. Клетки запасающей паренхимы кактусов при этиоляции сильно вытягиваются и сужаются с боков, принимают веретеновидную форму. При поливе этиолированных растений вода всасывается гораздо интенсивнее, цитоплазма разжижается, повышается усваиваемость азота и синтез некоторых аминокислот и белков.

В 1955 году Ф.Скугом была открыта третья группа фитогормонов-стимуляторов цитокинины, само название которых говорит об управлении энергией клеточных процессов. Цитокинины, в отличие от гиббереллинов, стимулируют рост тканей за счет деления клеток – «рост делением». При росте делением видимые проявления ростовых процессов идут гораздо медленнее, чем при росте растяжением. Это и понятно, т.к. на создание новых клеточных структур

Фото 239. Влияние разовой обработки гиберелловой кислотой на полуторамесячный сеянец Aztekium hintonii. Слева помещен одновозрастный сеянец из контрольной группы.

Фото 240. Результат обработки черенка Trichocereus neolamprochlorus гибберсибом (справа).

стратификация – предпосевная обработка семян путем выдерживания их при низких температурах. ** подобные опыты проводились как изучение возможности применения некоторых опунции в качестве силосных культур.

Рис. 67. Некоторые гормоны цитокининового ряда.

требуется больше времени, чем на увеличение объема клетки за счет проникновения в цитоплазму воды и элементов питания.

Синтез цитокининов непосредственно связан с синтезом витамина В, (тиамина), но при увеличении его концентрации в клетках процесс синтеза цитокининов прекращается. В настоящее время выделено из растений и синтезировано химическим путем довольно большое количество цитокининов и близких к ним по действию веществ, начиная от кинетика и зеатина и кончая такими цитокининами, как дрон, глин, картолин и др.

Наиболее доступны для кактусовода, далекого от биохимии, первые два, хотя и их раздобыть в чистом виде нелегко.

  опытная группа 1                 опытная группа  2                 контрольная группа

Фото 241 – 243. Опыт по снятию апикального доминирования:

несколько укорененных побегов-деток от одного растения Echinopsis hybridum были объединены в три группы. У кактусов первой опытной группы была удалена верхняя часть стебля, кактусы второй опытной группы были инъецированы 0,0003% раствором зеатина, растения третей группы являлись контролем. На фотографиях показаны растения из 1-й, 2-й и контрольной групп через 6 месяцев после начала опыта. Кактусы из опытной группы 1 (фото 241) претерпели сильнейший стресс, лишившись части стебля, и значительно отстали в нарастании массы стебля от растений 2-й и контрольной групп. Рост основного стебля кактусов второй опытной группы (фото 242) несколько замедлен по сравнению с контролем, однако обильное образование и интенсивный рост боковых побегов в сумме превышает нарастание массы стебля по сравнению с контролем (фото 243).

Фото 244 – 246. Воздействие различных концентраций ауксинов и цитокининов in vitro на клетки каллюса и дифференциация каллюсных клеток при изменении соотношения этих гормонов в питательной среде (по R.Starling):

Astrophytum asterias – рост каллюса и его дифференциация в течение двух месяцев (244);

Leuchtenbergia principis – рост каллюса и его дифференциация в течение двух месяцев (245);

Leuchtenbergiaprincipis – рост каллюса и его дифференциация в течение шести месяцев(246)

Рис. 68. Повторение опыта Н.И.Якушки-ной по совместному влиянию ауксинов и кинетинов на культуру клеток вторичной меристемы (камбия) взятых от полугодовалых сеянцев Lophophora williamsii.

1 – рост каллюсной массы без заметной дифференциации клеток;

2 – активная дифференциация каллюсных клеток с образованием придаточных корней и началом утолщения корней у основания;

3 – активная дифференциация каллюсных клеток, в основном, с образованием стеблевой части кактуса со многими апексами и лишь незначительными корнями;

4 – очень медленный рост каллюса.

Центром синтеза цитокининов является кончик корня, оттуда эти гормоны разносятся по всему растению. Действие цитокининов обратно действию ауксинов: они снимают эффект апикального доминирования, активизируют рост вторичной меристемы – камбия. Меристема в зоне боковых ареол находится под постоянным воздействием этих двух групп гормонов. Интересно, что на боковую ареолу влияют ауксины, синтезируемые только в апексе стебля и цитокинины, образованные в апексах корней. Чем дальше ареола расположена от верхушки стебля, тем меньшее влияние на нее оказывают ауксины и большее – цитокинины. Как результат – подавляющее большинство деткующихся видов (за исключением кактусов с древовидной и кустовидной формой стебля) начинают образовывать боковые побеги в нижней части стебля. Если же ветвление происходит в верхней части стебля кактуса, то можно с уверенностью сказать, что ауксин-синтезирующая активность апикальной меристемы стебля снижена. Вызвать подобное явление можно и искусственным путем, а не только удалив апекс кактуса. Так апикальное доминирование может быть снято путем обработки точки роста стебля довольно высокими дозами кинетика (1 – 3 мг/л) при инъекции или нанесении ланолиновой пасты.

Цитокинины также задерживают старение растения, являясь, тем самым, антагонистами этилена, ускоряют процессы синтеза белка, стимулируют, как и гиббереллины, прорастание семян и повышают моторику корневой системы.

Однако говорить о полном противопоставлении цитокининов и ауксинов было бы неправильно. В ходе работ отечественных физиологов А.Л.Курсанова, В.И.Кефели, Н.И.Якушки-ной по культивированию меристемы на искусственных средах было установлено, что наибольшего проявления видимого роста тканей, органов, да и всего растения можно добиться лишь при комплексном применении этих гормонов.

Оптимальное соотношение цитокининов и ауксинов для размножения кактусов путем микроклонирования – 0,5 мг/л к 1,8 мг/л соответственно с отклонениями ± 3,1 – 7,3%. При таком сочетании прежде всего стимулируется развитие корневой системы, а затем и всего растения.

Говоря о гормонах-стимуляторах ростовых процессов, следует хотя бы вскользь упомянуть еще две группы гормональных веществ аналогичного действия: фузикокцин и драссиностероиды. Первый из них – фузикокцин – был выделен итальянскими учеными в начале 60-х годов из патогенного гриба Fusicoccum amygdali, вызывающего гниение персиковых и миндальных деревьев. Этот гормон связывается с мембранами растительных клеток, увеличивает их проницаемость, влияет на синтез белка. Действует фузикокцин аналогично гиббереллинам, но в отличие от последних, стимулирует рост корня и проявляет эффективность при концентрациях 680,8" 10 – 680,8*10"7г/л.

Брассиностероиды продуцирует патогенный гриб Cercospora arachidicola, но впервые они были обнаружены в пыльце рапса (Brassica rapus) – крестоцветного растения, родственного капусте, редису, свекле – за что и получили первую часть своего названия. Вторая часть – «стероиды» говорит о большой близости этих гормонов к стероидным гормонам животных и человека, в частности к половым, поэтому не удивительно, что брассиностероиды обнаруживаются в пыльцевых зернах, хотя в незначительных количествах. Эти гормоны обнаружены в вегетативных

Рис. 69. Фузикокцин и брассиностероиды.

Фото 247 – 250. Воздействие фузикокцина и брассиностероида на сеянцы кактусов: на фотографиях 247 (слева) и 248 (в центре вверху) – сеянцы Astrophytum capricorne в возрасте 5-ти месяцев, левый сеянец обработан фузикокцином. На фотографии 248 (вид сверху) видно изменение габитуса у обработанного сеянца (слева) по сравнению с типовым габитусом одновозрастного растения;

на фотографиях 249 (в центре внизу) и 250 (справа) показаны сеянцы Gymnocalycium pungens. На фотографии 250 (слева направо): трехмесячный сеянец из контрольной группы, трехмесячный сеянец, обработанный брассиностероном и восьмимесячный сеянец, выращенный по методу «тургорной разгонки» без гормональной обработки. Последние два сеянца сфотографированы сверху (фото 249) для показа изменения габитуса обработанного сеянца (слева) по сравнению с типовым габитусом одноразмерного растения.

органах и цветках. Брассиностероиды стимулируют деление и рост клеток, но также и синтез этилена – гормона старения.

При содержании кактусов в культурных условиях кактусоводу, за редким исключением, не приходится задумываться о торможении процессов роста отдельных органов и целого растения. Хотя иногда могут возникать некоторые проблемы, например, как прекратить рост и вытягивание стебля у видов, произрастающих в горах и начинающих расти уже при +10 °С. Поэтому было бы неверно не упомянуть о фитогормонах-ингибиторах физиологических процессов, так как они не только тормозят рост, но и влияют на созревание клеток, подготовку растения к экстремальным условиям (засуха, холод) и т.д.

Этилен – гормон старения. Он участвует в процессах созревания плодов, обуславливает покой почек. Образуясь в околоплоднике, этилен подавляет действие ауксинов, в незначительном количестве синтезируемых в семенах. Таким образом семена, как носители новой жизни, способны долгое время сохраняться при неблагоприятных условиях.

Для растений, как и для их семян, очень важен годовой цикл температуры, влажности, освещенности и т.п. При низких температурах у кактусов снижается интенсивность процессов видимого роста, растения переходят в состояние стагнации. Для семян, находящихся в воздушно-сухом состоянии, низкие температуры играют стимулирующую роль, способствуя ферментативному разложению крахмала и подготовке зародыша к прорастанию. Вот почему кактусам и их семенам необходим период покоя, однако при повышении концентрации этилена во внешней среде длительность этого периода во много раз сокращается (в некоторых опытах практически до нуля).

Этилен управляет стрессовыми реакциями, что особенно заметно у сеянцев и молодых растений. Интересно, что этот гормон стимулирует утолщение верхней и нижней части клеточной стенки, в результате чего при параллельном воздействии гиббереллинов клетка увеличивается в размере в экваториальной плоскости – таким образом можно сказать, что этилен вызывает рост клеток в ширину.

Абсцизовая кислота (АБК) синтезируется в цитоплазме клеток. Это универсальный ингибитор подавляющего большинства биохимических реакций. Как и все фитогормоны, она транспортируется из мест образования в другие клетки, ткани и органы. Больше всего ее накапливается в зеленых тканях и в корнях. АБК активно координирует процессы роста, участвует в транспирации путем регулирования открытия и закрытия устьичных щелей, защищает растение от избыточных потерь воды и энергии.

Роль абсцизовой кислоты важна при созревании семян и поготовке их к отторжению от материнского растения. Чем меньше концентрация АБК в семенных покровах, тем меньше период сохранности семян. У кактусов далеко не всегда свежие семена попадают в благоприятные условия, часто ягода остается на растении по два-три года и более, поэтому период сохранности семян многих кактусов лежит в промежутке 2 – 5 лет. Однако, есть и исключения: семена кактусов из родов Ariocarpus, Roseocactus, Neogomesia сохраняют всхожесть в течение 30-ти лет, а семена многих Astrophytum sp.sp. теряют всхожесть уже через год.

В результате многочисленных опытов автором этих строк было установлено, что максимальная всхожесть наблюдается у семян из зоны ягоды, где находится больше всего семян. Часто это центральная или верхняя часть ягоды. Таким образом, происходит авторегулирование и пролонгация всхожести семян.

Кроме этилена и АБК тормозящую роль играет целая группа негормональных веществ, в частности, довольно большой комплекс фснольных ингибиторов (ФИ), а также вещества – продукты метаболизма, например, некоторые аминокислоты, жирные кислоты, углеводы, соли металлов, особенно тяжелых и т.д., скапливающиеся в клетке и препятствующие нормальному прохождению ферментных реакций.

Рис. 70. Ингибиторы ростовых процессов: этилен, АБК и некоторые фенольные соединения.

Рис. 71. Схема влияния гормонов на биологические процессы.

АБК – абсцизовая кислота                                                     ФИ – фенольные ингибиторы

АУК – гормоны группы ауксино                                        ЦТК – гормоны группы цитокининов

БС – гормоны группы брассиностероидов                         в числителе дроби – положительное влияние,

ГК – гормоны группы гиббереллинов                                в знаменателе – отрицательное влияние

Интересно, что у гормональных стимуляторов и ингибиторов ростовых процессов – одни и те же вещества-предшественники. Например, индольные ауксины в паре с фенольными ингибиторами являются производными хоризмовой кислоты, а гиббереллины с абсцизовой кислотой – диметилаллилпирофосфата. Поэтому можно сделать вывод, что начальные этапы регулирования процессов роста проходят уже на уровне синтеза этих биорегуляторов.

Было бы неправильным говорить лишь об обособленном влиянии фитогормонов на жизненные процессы. Необходимо рассматривать их воздействие в комплексе, применительно к определенному вегетационному состоянию растения, к параметрам окружающей среды.

Образуясь в верхушке стебля (апикальной точке роста), ауксины усиливают притяжение туда питательных и пластических веществ, одновременно подавляют рост боковых ареол. При повышении уровня цитокининов в меристематической ткани боковых ареол действие ауксинов подавляется, и начинается формирование и рост боковых побегов. Гиббереллины усиливают рост стебля за счет растяжения клеток при недостаточном освещении и совместно с ауксинами изгибают и вытягивают стебель. АБК тормозит ростовые процессы, в том числе ведущие к нарушению формы стебля. Этот гормон «консервирует» семена, не позволяет зародышу, ткани которого еще богаты водой, питательными и биологически-активными веществами прорастать прямо в завязи*. Клеточный рост регулируется не только парой ГК – АБК, но и соотношением ауксинов и фенольных ингибиторов.

* у некоторых экземпляров кактусов, принадлежащих к видам Hamatocactus setisplnus, Astrophytum myriostigma, некоторым Echinopsis sp.sp., зародыши семян имеют повышенную концентрацию гормонов гиббереллинового ряда, принтом наблюдается прорастание около 5 – 10% зародышей в завязи.Эти кактусы обладают повышенной способностью стимулировать самоопыление у несамоопыляемых видов кактусов. Подобные формы можно выделить и селекционироватъ для использования их полезных качеств.

Позеленение стебля, т.е. процессы созревания хлоропластов, стимулируют цитокинины и подавляет абсцизовая кислота. А торможение роста ареол находится в зависимости от соотношения ауксинов и кинетинов. Рост корня и его геотропизм определяется соотношением ауксинов и АБК.

Если у кактусовода есть экспериментаторская жилка, то рано или поздно он обратится к гормональному регулированию роста своих питомцев, гормональному стимулированию прорастания семян. Но если гетероауксин и его калиевую соль еще можно приобрести, то гиббереллины и цитокинины практически не доступны для рядового коллекционера. Всевозможные стимуляторы, широким спектром выставляемые на прилавках цветоводческих и сельскохозяйственных магазинов, могут оказать «медвежью услугу», т.к. не разработаны для суккулентных растений вообще и кактусов в частности. Поэтому нелишними будут приведенные ниже лабораторные методики по извлечению фитогормонов из растительного материала.

Извлечение ИУК из зеленых частей растений.

Навеску 2,5 – 5 г нарезанных зеленых листьев и стеблей злаковых или бобовых трав помещают в фарфоровую ступку и доливают 0,25 – 0,5 мл 10% раствора уксусной кислоты и 2,5 – 5 мл 96% (чистого) этилового спирта, быстро растирают и переносят в 100-миллилитровую колбу. В колбу добавляют 25 – 50 мл серного эфира*, закрывают пробкой, взбалтывают и оставляют на 18 – 24 часа**. После настаивания раствор фильтруют, а оставшийся осадок переносят обратно в колбу, заливают 15 – 20 мл серного эфира, взбалтывают, опять настаивают и фильтруют. Подобную операцию проделывают с осадком еще 2 – 3 раза, сливая фильтраты в одну колбу.

Заранее Z-образно изгибают на огне стеклянную трубку (для тех, кто никогда не занимался изгибанием стекла, следует отметить, что в месте предполагаемого изгиба нагретое на газовой горелке или конфорке стекло должно приобрести красновато-малиновый цвет). В резиновой пробке, которая подходит к колбе, просверливают отверстие, куда вставляют изогнутую трубку.

Объединенный субстрат, слитый в одну колбу, закрывают пробкой с трубкой и помещают в кастрюлю с водой, а в лабораторных условиях – в водяную баню. Под дно колбы целесообразнее подложить сложенный в несколько раз кусок материи. Поддерживая в кипящем состоянии воду в течении 30 – 40 минут, отгоняют эфир. К остатку добавляют 0,3 – 0,5 г бикарбоната натрия (питьевой соды), взбалтывают и доводят объем до 20 – 25 мл, добавляя воду. Образуется натриевая соль ИУК. Реакция среды у раствора должна быть в пределах рН7,8 – 8,0.

Для удаления жиров и других посторонних веществ в раствор добавляют за три раза 20 – 25 мл серного эфира, каждый раз тщательно взбалтывая смесь. При этом ИУК остается в содовом растворе. Поэтому, после отстаивания, когда жидкости расслоятся и эфир соберется в верхней части колбы, его удаляют и кислотность раствора корректируют до рН4,0 – 4,5 20%-ным раствором уксусной кислоты.

Снова за три раза добавляют 20 – 25 мл серного эфира. В этом случае восстановленная из натриевой соли ИУК переходит в эфир. После расслаивания жидкостей эфир отделяют и помещают в колбу, а к остатку опять добавляют 0,3 – 0,5 г бикарбоната натрия и повторяют реакции по переходу ИУК в эфир.

Объединенные эфирные пробы помещают в колбу с изогнутой трубкой и удаляют эфир в водяной бане. После этого колбу охлаждают и экстракт ИУК используют по назначению.