Текст книги "Культура кактусов"

Автор книги: Сергей Батов

сообщить о нарушении

Текущая страница: 17 (всего у книги 30 страниц)

Основная среда, мг/л

Гамборга и Эвелега В5 1968

Мурасиге и Скуга 1962

Нич и Нич 1969

Шенке и Хиль-дебрандта 1972

Уайта 1954

Макросоли

NH4NO,

—

1650

720

—

—

(NH4),S04

134

–                        –                       –                       —

NH4H,PO4

—

—

—

300

—

KNO,~

2500

1900

950

2500

80

KH,PO4

—

170

68

—

—

KCl

—

—

—

—

65

Ca(NO,)2 безводный

—

—

—

—

208.50

СаС1,-2Н?0

150

440

166

200

—

MgSO4 • 7H,O

250

370

185

400

360

Na,SO4

—

—

—

—

200

NaH2PO4 • 2H2O

169.6

–                      –                     —

18.7

Микроэлементы

MnSO4 • 4H2O

13.2

22.3

25.0

13.2

7.0

H,BO,

3.0

6.2

10.0

5.0

1.5

ZnSO4 • 7H2O

2.0

8.6

10.0

1.0

3.0

KI

0.75

0.83                      —

1.0

0.75

CuSO4 • 5H2O

0.025

0.025

0.025

0.2

0.001

Na,MoO4-2H2O

0.25

0.25

0.25

0.1

0.0025

CoCl, • 6H,O

0.025

0.025

—

0.1

—

Железо

FeSO4 • 7H,O

28.0

27.8

27.8

15.0

—

Na, • ЭДТА* • 2H20

37.3

37.3

37.3

20.0

—

Fe2(S04)3

—

—

—

—

2.5

Органические добавки

Мезоинозит

100.0

100.0

100.0

1000.0

—

Фолиевая кислота

—

—

0.5

—

—

Никотиновая кисл.

1.0

0.50

5.0

5.0

0.5

Тиамин НС1

10.0

0.10

0.5

5.0

0.1

Пиридоксин НС1

1.0

0.5

0.5

0.5

0.1

Глицин

—

2.0

2.0

—

—

Биотин

—

—

0.05

—

—

Фито гормоны

2,4Д

2.0

—

—

0.5

—

ИУК

—

2.0

0.1

0.1

—

Кинетин

—

0.2

—

—

—

Углеводы

Сахароза

20000

30000

20000

30000

20000

Субстрат

Агар-агар

7000

8000

7000

6000

7000

Наиболее же часто употребляется среда Мурасиге-Скуга (Murashige-Skoog).

На первый взгляд рецепты довольно сложные, и не представляется возможности приобрести некоторые ингредиенты. Поэтому стоит подробнее остановиться на компонентах наиболее популярной питательной среды Мурасиге-Скуга:

NH4NO3 – аммиачная селитра – довольно широко применяемое минеральное удобрение;

KNO3 – калийная селитра, тоже применяется в качестве минерального удобрения;

КН2РО4 – суперфосфат;

СаС12 • 2Н,О – хлористый кальций можно приобрести в виде 10%-го раствора или в виде таблеток в аптеке;

MgSO4 • 7Н2О применяют в качестве минерального удобрений;

соли железа применяются при обработке фотоматериалов;

соли микроэлементов выпускаются в комплексах как микроудобрения, их рецептурный состав может незначительно варьировать, но заметного отрицательного влияния это не имеет;

в качестве органических добавок можно использовать вытяжки из культуры дрожжей, эндосперма конского каштана, плодов фасоли. Вообще, любой активно растущий сочный побег (особенно проростки злаковых и бобовых растений) может служить субстратом для питательной среды;

из фитогормонов в свободной продаже можно увидеть гетероауксин и целый калейдоскоп биостимуляторов неизвестного состава, поэтому в качестве фитогормональной составляющей можно использовать воду (молоко) кокосового ореха, вытяжку из эндосперма кокоса или других незрелых плодов;

в качестве сахарозы можно применять обыкновенный свекольный или тростниковый сахар, лучше рафинированый;

агар-агар – желатиноподобное вещество. Агар-агар из водорослей растворяют при подогревании. Агар-агар из сои требует более длительного набухания в холодной воде с последующим подогреванием на водяной бане. Вместо агара можно использовать пищевой желатин или густой крахмальный клейстер.

Составление питательных сред начинают с приготовления растворов солей. Как правило, соли макроэлементов растворяют в небольшом объеме воды, чаще всего в 10 раз меньшим, чем рабочий раствор. В таком виде растворы солей удобнее и хранить, и добавлять в питательные смеси.

В случае использования удобрений требуется произвести расчет содержания необходимого вещества в удобрении и, в соответствии с этим показателем, сделать корректировку веса компонента. Макросоли и удобрения взвешивают, и навески растворяют по отдельности. Хранить такие растворы можно в холодильнике до 1 месяца. При применении растворов макросолей на 1л общего объема питательной среды берут по 100 мл их растворов.

Соли микроэлементов растворяют в 1/1000 от рабочего объема раствора питательной среды и при добавлении их в раствор берут 1 мл на 1 л среды.

Очень ответственно следует отнестись к приготовлению растворов солей железа. Само железо должно перейти в хелатную форму, поэтому навески солей растворяют по отдельности, смешивают и доводят до объема с конечной концентрацией 5 мл/л. Раствор должен получиться ярко-желтого цвета, рН 8,0. Хранить такой раствор следует в холодильнике 3 – 4 месяца. Неправильное приготовление хелатного железа может привести к выпадению в осадок фосфатов кальция и магния.

Концентрированные растворы витаминов готовят из расчета 1/1000 от конечного объема и добавляют 1 мл на 1 л раствора среды. Растворы витаминов хранят в замороженном виде.

В опытах автора очень неплохо зарекомендовала себя смесь витаминов под коммерческим названием «Ундевит». Одно драже используется для приготовления 10 л питательного раствора, поэтому драже растворяют в 100 мл воды и добавляют 10 мл на 1 л конечного раствора. В комплексе « Ундевит» содержится достаточное количество биологических антиоксидантов – витаминов С и Е, что стимулирует начальную фазу образования каллюсных клеток.

Реальную трудность в приобретении представляют фитогормональные компоненты и мезоинозит. Как уже говорилось выше, мезоинозит, как один из элементов веществ группы биоса может быть получен из дрожжевой культуры. В данном случае после ферментации требуется полностью убить грибные клетки. Это осуществляется кипячением емкости (банки) с культурой дрожжей в водяной бане под давлением. В домашних условиях этот процесс проводят в скороварке. Культура дрожжей подвергается кипячению (автоклавированию) 15 – 30 минут, фильтруется и замораживается.

При необходимости фитогормоны получают из растительного материала. Следует помнить, что некоторые биологически-активные вещества термолабильны, т.е. разрушаются при нагревании, поэтому после измельчения растительного субстрата, экстрагирования и фильтрации через

Рис. 94. Расположение агара в пробирках: 1а. «прямой агар» 16. «косой агар»

2. способ расположения пробирки с расплавленным агаром для приготовления «косого агара». Пробирки закрыты ватными тампонами.

хлопчатобумажную ткань экстракт стерилизуют путем продолжительного (0,5 —1,0 ч) облучения ультрафиолетом.

Подобным образом стерилизуют воду кокосового ореха и экстракт из незрелых плодов конского каштана. При экстрагировании биологически-активных веществ из эндосперма кокоса следует учитывать, что кокосовое масло твердое, поэтому эндосперм измельчают на терке и растирают в ступке с небольшим количеством сахара и воды. Полученную массу перекладывают на хлопчатобумажную ткань и выжимают. К жидкости добавляют равное количество этилового спирта, тщательно перемешивают и отфильтровывают. Фильтрат помещают в холодильник и после застывания на его поверхности масла аккуратно проделывают два диаметрально противоположных отверстия и сливают жидкость в отдельную стеклянную емкость. Для удаления спирта жидкость нагревают в водяной бане. Далее жидкость переливают в емкость из оргстекла или пластиковый пакет и облучают ультрафиолетом.

Так же неплохо себя зарекомендовал в качестве биологически-активной добавки настой биогумуса. Его готовят из расчета 100 г сухого биогумуса на 1 л воды при температуре +55 •– +60 °С, настаивают в течение суток, дважды фильтруют через ткань и через фильтровальную бумагу и облучают ультрафиолетом.

Перед употреблением ингредиенты смешивают, при необходимости корректируют рН до 5,5 – 6,5 , добавляя по каплям НС1 или NaOH .7 – 8 г агара растворяют в 200 мл воды, нагревают в водяной бане и добавляют в смесь при постоянном перемешивании. Объем раствора доводят до 1 л. Естественно, показатель рН несколько повысится, и его повторно корректируют.

Среду разливают в чашки Петри, банки и пробирки. Чашки Петри и банки закрывают крышками. Пробирки закрывают ватными пробками, пробки сверху обертывают целлофаном или пергаментом и затягивают резинкой. Для получения косого агара пробирки располагают наклонно до застывания агара.

В некоторый случаях, когда часть питательной среды остается невостребованной, ее переливают в отдельную емкость, нагревают на водяной бане, не доводя до кипячения, закрывают емкость крышкой или пробкой, охлаждают и хранят в холодильнике при температуре около +4 °С не более одного месяца. При необходимости емкость нагревают в водяной бане и расплавленную питательную среду разливают по сосудам.

Стерилизация исходного материала

Как уже говорилось, культуру каллюсных клеток можно получить практически из любого вегетативного и генеративного органа, но при микроразмножении кактусов используют меристематические ткани, либо первичные, либо вторичные.

В качестве материала для клонирования «меристематической тканью» используют клетки камбия (вторичной меристемы), апекса стебля или меристематические клетки ареол. В случае расположения вегетативной точки в аксилле (например, Mammillaria sp.sp), в субаксиллярном пространстве (например, Dolichothele sp.sp.) или в продольной борозде, соединяющей аксиллу и ареолу (например, Coryphantha sp.sp.), используют ткани из этих зон, т.е. для микроразмножения применяется меристема вегетативных точек.

Наиболее трудной задачей на этом этапе является получение стерильного материала – применительно к микропропагации такой материал называется эксплантат.

Для поверхностной стерилизации растительных объектов применяются хлорсодержащие вещества (гипохлорит натрия – 1 – 1,4%; гипохлорит кальция – 7 – 10%; хлорамин —2 – 10%); ртутьсодержащие вещества (сулема 0,1%; диацид); перекись водорода (2 – 10%); этиловый спирт (70 – 75%). Кактусоводу придется подбирать вид и концентрацию этих веществ опытным путем,т.к. разные экземпляры кактусов даже одного ботанического наименования и, естественно, их ткани неодинаково реагируют на воздействие различных стерилизующих веществ. Ориентироваться можно на следующие показатели:

Органы растений

Время стерилизации, мин.

гипохлорит натрия

или кальция

1       сулема

Семена

20

10

Выделенные из семян зародыши

10—15

5

Незрелые зародыши

3 – 5

1—3

Апикальная меристема

5 – 10

3 – 5

Меристема боковых вегетативных точек

10—15

3—10

Камбий от 1 – 2-х месячных сеянцев

3 – 5

1—3

Камбий из верхней части стебля

10—15

8– 10

Камбий из одревесневшей

 части стелы

20

15 – 20

Раневая каллюсная меристема

2 _ 5

1

Кактус, предназначенный к операции, моют с применением перманганата калия, высушивают, удаляют с поля операции опушение ареолы и обрезают колючки, стараясь при этом не выламывать их, т.к. это может травмировать меристематическую ткань ареолы, что, в свою очередь, ставит под сомнение успех микроразмножения из ареолярной меристемы.

Сегмент стебля вырезают и помещают в стерилизующий раствор. Через заранее определенное время эксплантат вынимают и помещают в стакан с дистиллированной или дважды прокипяченной водой, выдерживают 10 минут, меняют воду еще два раза и выдерживают в каждой порции 15 – 20 минут.

Мелкий материал: семена, ареолы – помещают в марлевый мешочек, который завязывают ниткой и стерилизуют аналогичным способом. Семена предварительно обрабатывают спиртом, затем – дезинфицирующим веществом и оставляют до набухания в стерильной чашке Петри. После суточного интервала семена стерилизуют повторно.

Начальная стадия микроразмножения

Через откидную дверцу в бокс ставят спиртовку или свечи, сосуды с искусственной питательной средой, кладут спички, режущий инструмент, завернутый в бумагу, стерильные чашки Петри и фильтровальную бумагу, емкость для отработанного материала. Дверцу закрывают и бокс облучают ультрафиолетом в течении получаса. Еще через полчаса в бокс кладут подготовленный растительный материал под стеклянным колпаком, тщательно закрывают дверцу бокса и повторяют облучение ультрафиолетом в течение 10 – 15 минут. По истечении этого срока комнату проветривают и приступают к посеву.

Прежде всего зажигают спиртовку (можно использовать сухое горючее) или свечи. Вокруг горящего пламени спиртовки создается стерильная сфера диаметром 20 – 30 см, от пламени свечи – до 15 см, поэтому при использовании свечей их ставят вокруг операционного поля.

Подготовленный эксплантатный материал помещают на фильтровальную бумагу или в чашки Петри и обрезают лишние ткани, особенно это относится к сегментам стебля. Сеянцы с предварительно удаленными корнями и колючками разрезают вдоль.

При наличии практики с семян удаляют кожуру, но можно применять и нешелушеные семена либо, что лучше – стерилизованные суточные проростки.

Эксплантаты переносят на питательную среду и слегка вдавливают в агар. Посуду со средой и крышки проносят над пламенем, не обжигая при этом эксплантаты, закрывают и оставляют в боксе в темноте при температуре около +26 °С и влажности воздуха около 10%*.

Получение каллюсной культуры

Примерно на 8 – 10-й день после посева происходит разрастание каллюсной массы, позволяющее выделить наиболее активно растущие участки. Через 3 – 4 недели такие части каллюсной меристемы отделяют и сеют в другую посуду. Эти манипуляции называют субкультивированием.

* вж1жпостн1>1е параметры а замкнутых сосудах при такой температуре соответствуют данным требованиям.

Фото 451. Побеги Ferocactus acanthoides из акси-лярного каллюса после  65-тидневного культивирования на модернизированной среде Мурасиге-Скуга с содержанием 5,4 мг/л ИУК и 46,5 мг/л кинетика.

(по J.Ault и J.Blackmon)

Фото 452. Побеги Leuchtenbergiaprincipis из апикального каллюса после 6-ти месяцев культивирования на модернизированной среде Мурасиге-Скуга с содержанием 10 мг/л ИУК и 100 мг/л БАП.

(по R.Starling)

Следует помнить, что работать целесообразнее с выделенной и отобранной культурой, т.к. эта часть каллюсной меристемы наиболее приспособлена к росту на данной конкретной среде. При строго научном подходе выделение активно растущих участков ткани проводят еще 8 – 10 раз, но в прикладном аспекте эти мероприятия излишни, и уже с первично выделенным каллюсом можно работать.

На первоначальных этапах при росте каллюсной меристемы следует учитывать фактор соотношения ауксиновых и цитокининовых гормонов в питательной среде. Напомню, что это соотношение следует выдерживать 10:1 (2,0 – 3,0 мг/л ауксина, 0,2 – 0,3 мг/л кинетина). При нарастании достаточного количества каллюсной массы (примерно через 6 – 8 недель) ее делят на несколько кусочков, которые переносят в отдельную посуду на свежую среду с большим содержанием цитокининовых гормонов.

Фото 453. Клоны из аксиллярного каллюса Pediocactus knowltonii на среде Мурасиге-Скуга с содержанием 114 мг/л ИУК и 228 мг/л зеатина.

(по Ph.Clayton, J.Hubstenberg, G.Phillips)

Фото 454. Корнеобразование у клона Ferocactus acanthoides через 95 дней после субкультивирования на безгормональной среде Мурасиге-Скуга. (по J.Ault и J.Blackmon)

По результатам опытов Р.Старлинга, Дж. Аулта и В.Блакмона, Ф.Клайтона и др. (в том числе и автора) максимальное побегообразование на каллюсной меристеме наблюдалось при культивировании на средах с равным (10 мг/л ауксина и 10 мг/л цитокинина) или обратным первоначальному соотношением ауксинов и цитокининов 1 : 10 (в различных опытах 0 – 10 мг/л ауксина, 10 – 100 мг/л цитокинина). Это естественно, т.к. цитокинины стимулируют побегообразование, в то время как ауксины тормозят его.

После развития хорошо сформированных побегов их отделяют и высаживают на среды с повышенным содержанием ауксинового гормона, что стимулирует закладывание и рост корней.

Аулту и Блакмону удалось добиться 90% сохранности полученных растений (Ferocactus acanthoid.es) при переводе их в корнесобственную культуру. В качестве субстрата применялась смесь из 2 частей перлита, 1 части верхового торфа, 1 части хорошо измельченной еловой коры, взятых по объему. Автору же не удалось получить более 30% сохранности растений при переводе их на аналогичный и более легкий субстрат. При переводе молодых растений на гидропонную среду* сохранность приближалась к 80%. Гораздо удачнее оказались опыты по привитию клонированных кактусов, еще не сформировавших корневой системы, на молодые перескиопсисы. Сохранность привитых растений приближалась к 90%, а при переводе их в корнесобственную культуру через год после привития удавалось получить до 80% молодых растений от первоначального количества клонов. Отход клонированных растений можно объяснить прежде всего недостатком живительных солнечных лучей в регионе Москвы и севернее, и невозможностью предоставления молодым активно-растущим кактусам необходимых условий при культивировании их под искусственным освещением.

При прививке побегов из каллюсной меристемы на перескиопсисы следует соблюдать относительную чистоту материалов: почвенный субстрат перед использованием заливают крутым кипятком, так же поступают и с горшками. Перескиопсисы можно использовать «в чистом» виде, но лучше заранее привить на них «переходники» – небольшие, около 5 мм детки эхинопсисов. Естественно, подобной прививке дают время срастись и проявить видимый рост.

Перескиопсисы вынимают из субстрата, отмывают субстрат с корней и обрабатывают одним из стерилизующих растворов. После этого перескиопсисы высаживают в обработанный субстрат и закрывают чистым колпаком. Подвоям дают время для адаптации и только после проявления видимого роста приступают к прививке.

Прививают традиционно, методом «прямого среза». Прививку помещают в мягкие условия и после надежного срастания постепенно приучают к свету. Во время роста привой довольно часто образует зачатки придаточных корней, так что укоренение этих растений не представляет труда. В противном случае проводят стимуляцию корнеобразования путем перерезания части стелы привоя или инъецированием водным раствором ИУК.

Микроразмножение соматическими эмбрионами

Название метода говорит само за себя – из каллюсной меристемы формируются не побеги, а зародыши, аналогичные зародышу семени. В большинстве случаев в качестве материала используют зародыши, находящиеся еще в завязи цветка – ткани этих зародышей интенсивно делятся и представляют собой плодотворный материал для исследований на генном и цитологическом уровне. Однако применительно к кактусам в доступной литературе не удалось найти описания результатов таких экспериментов. Автор проводил подобные опыты, но они были единичны, и судить о результатах представляется некорректно, хотя эти единичные эксперименты были очень эффективны.

В подавляющем большинстве случаев материалом для данного способа являются созревшие семена, порой лежалые. Всхожесть у таких семян редко превышает 30%. При достаточном количестве семян с такой всхожестью можно смириться и проводить традиционный посев в почвенный субстрат. Но каково же бывает разочарование кактусовода, когда он получает десяток семян долгожданного растения от зарубежного или внутреннего поставщика, а всхожесть этих семян оставляет желать лучшего.

При микроразмножении меристематическими эмбрионами из одного жизнеспособного зародыша можно получить до 2 – 3-х десятков и даже более растений. Это эффективнее вегетативного размножение черенками или боковыми побегами-детками.

В простейшем варианте семена стерилизуют по описанной выше методике и размещают на искусственных средах. На каждое семя целесообразнее нанести по капле дистиллированной воды.

*« качестве эксплантатного материала использовалась меристема от: Mammillaria parkinsonii, M.pringleyi, M.hafmiana, Astrophytum asterias, A.capricorne, A.ornatum, Blossfeldia Hlliputana, Ariocarpus scapharostru.4, A.retusus, Roseocuclus kolschoubeyanus, Gymnocalycium comarapense, G.gibbosum, G.fleisherianum, Parodia elegans, P.lauii, P.neglectoides, P.backebergiana..

** при достаточном навыке удается выделить зародыши далее из семян таких видов, как Azlekium ritteri, Blos.sfeldia .чр..чр., мелкосеменные Parodia sp.sp., Strombocactus disciformis.

Рис. 95. Бинокулярная лупа-козырек – удобное приспособление при работе с семенами.

Фото 455. Зародыши Echinocactus horizonthalonius, освобожденные от наружного интегумента (1) и от внутреннего интегумента (2). Внутренний интегумент имеет вид тонкой коричневатой пленочки и насыщен ингибиторами роста клеток – при культивировании на питательных средах его необходимо удалять. На освобожденные зародыши наносят по капле дистиллированной воды в ''елях стимулирования их более успешного набухания

Более результативной представляется методика выделенных зародышей. Суть ее следующая:

– удобные по размеру для манипуляции семена** обрабатывают этиловым спиртом;

– переносят на чистую фильтровальную бумагу и остро отточеным глазным скальпелем при визуальном наблюдении через лупу* удаляют переднюю часть – «крышечку» семени;

– с помощью острой препаровальной иглы постепенно обламывают семенную кожуру и обнажают зародыш;

– семена-лодочки (Astrophytum sp.sp., Frailea sp.sp.) берут за «борта» глазными пинцетами, разрывают и извлекают зародыши.

В специально отведенной для этого главе будет описано и строение семени, и строение зародыша. Здесь же следует отметить, что кроме плотной наружной кожуры зародыш покрыт тоненькой пленочкой**. Пленочка имеет коричневатую окраску или бесцветная, может прилегать к кожуре, но чаще облегает зародыш. В этой пленочке содержится большое количество ингибиторов ростовых процессов, в частности АБК, поэтому ее необходимо удалять.

Выделенные зародыши помещают на увлажненную фильтровальную бумагу в чашки Петри для набухания, либо сразу на питательную среду и наносят на них по капле дистиллированной воды. Более простой прием – высеять стерилизованные семена на влажную бумагу в чашки Петри и дождаться их прорастания. Но здесь опять-таки встает проблема всхожести семян.

В последнем случае набухшие зародыши стерилизуют и высевают на питательную среду при соотношении ауксинов и цитокининов 10 : 1.

Примерно через месяц выделяют наиболее активно растущие участки каллюсной меристемы и пересаживают их на свежую среду с соотношением ауксинов и цитокининов 1 : 1. В опытах автора зародыши из семян 93 видов кактусов (из родов Ariocarpus, Roseocactus, Neogomesia, Astrophytum, Mammillaria, Parodia, Gymnocalycium, Blossfeldia, Aztekium, Strombocactus, Discocactus) к концу третьего месяца начинали формировать эмбрионы, а еще через 1,5 – 2 месяца количество эмбрионов достигало 20 – 30.

Эмбрионы отделялись и высаживались на первоначальную среду при соотношении ауксинов и цитокининов – 10 : 1 и через 7 – 20 дней прививались на тонкие черенки перескиопсисов.

Ступпи и Нагл дают несколько отличную методику на примере микроразмножения A riocarpus retusus.

Они использовали более твердую среду Мурасиге-Скуга (10 г/л агара) с добавлением 200 мл/л воды кокосового ореха в качестве цитокининового компонента и 20 мг/л сахарозы, т.е. 2/3 от рецептурной дозы. Показатель рН доводили до 5,9

Семена стерилизовались 70% этиловым спиртом и высевались на питательную среду. Через 4 месяца отбиралась каллюсная меристема и высаживалась на свежую среду с содержанием меньшего количества кокосовой воды – 150 мл/л. Субкультивирование проводилось каждые восемь недель.

Первые соматические эмбрионы появлялись на 3 – 4-й месяц после первоначального посева.

* с этой целью используют либо часовую лупу, либо бинокулярную лупу-козырек.

** эти покровы семени называются наружный и внутренний интегумент.

Фото 456 – 460. Из статьи W.Stuppy & W.Nagl «Regeneration

and propagation ofAriocarpus retusus Scheidw. (Cactaceae)

via somatic embryagenesis». (Bradleya 10/1992)

456. Группа соматических эмбрионов на кусочке каллюса через 14 месяцев субкультивирования.

457. Соматический эмбрион крупным планом – видны семядоли.

458. Соматические эмбрионы на безгормональной среде – видны характерные корневые волоски на нижней части эмбрионов.

459. Эмбриогенез каллюса на безгормональной среде – каллюс продолжает формировать соматические эмбрионы.

460. Соматический эмбрион Ariocarpus retusus через три месяца после прививки на Pereskiopsis velutina

Небольшое отставание во времени, по видимому, можно объяснить использованием в качестве материала цельных семян и слабой диффузией ингибиторов из присеменной зоны субстрата.

Соматические эмбрионы достигали 5 мм величины и начинали образовывать каллюс. Это естественно, т.к. довольно велика доля цитокининового ингредиента. Однако в опытах автора на том же материале при концентрации кокосовой воды 100 мл/л питательной среды эмбрионы не образовывали каллюс, а «ветвились», формируя по 2 – 4 апекса (41% от общего количества эмбрионов A.retusus). При снижении же доли цитокининов и параллельном повышении уровня ауксинов (исходная рецептура среды Мурасиге-Скуга), действительно, начиналось активное образование каллюса на эмбрионах.

Фото 461. Ветвление соматического эмбриона Ariocarpus retusus после трехмесячного субкультивирования на безауксиновой среде Мурасиге-Скуга с добавлением 100 мл/л кокосовой воды и при 12-тича-совом световом периоде искусственного освещения 12000лк

В опытах Ступпи и Нагла за первые 12 месяцев было получено всего несколько соматических эмбрионов. Они были оставлены и при достижении размера 5 – 7 мм начали формировать каллюс. Через 14 – 16 месяцев (напомню, после 7 – 8 циклов субкультивирования, а это уже переводит эксперимент не в практическое, а чисто научное русло) каллюс стал активно формировать мелкие, многочисленные, тесно прижатые друг к другу эмбрионы. Некоторые из них имели до пяти семядолей.

Эмбрионы отделяли и высаживали на среды Мурасиге-Скуга и Шинке-Хильдебрандта, приготовленные только из минеральных солей, без органических добавок, т.е. переводились на своеобразную гидропонную культуру. Здесь они становились похожими на обычные проростки и через два дня начинали формировать корневые волоски. Некоторые из вполне сформированных эмбрионов высаживались вновь на полноценную питательную среду, другие начинали зеленеть и образовывать настоящие корни. Были предприняты попытки по переводу молодых растений в почвенную культуру, однако не совсем успешные, поэтому, как и в опытах автора, кактусы прививали на Pereskiopsis velutin'a.

Стимулирование  побегообразования

Стимулирование побегообразования – своеобразная форма вегетативного размножения. Этот метод занимает промежуточное положение между «деткованием» и клонированием растений из каллюсной меристемы. Ввиду того что эффективность этого способа невысока по сравнению с

Фото 462 – 464. Культура изолированной туберкулы Roseocactus kotschoubeyanus на среде Мурасиге-Скуга с добавлением 25% по объему кашицы из измельченных незрелых плодов конского каштана.

462. Свежесрезанный трансплантат, помещенный на питательную среду.

463. Тот же трансплантат через 75 дней субкультивирования (7 циклов); вегетативная точка пробудилась и сформировала боковой побег.

464. Тот же трансплантат еще через 30 дней; боковой побег значительно вырос, но начался рост ареолы в верхней части борозды и формирование колючек.

собственно клонированием, популярность его в кактусоводстве приближается к нулю. Так в доступной литературе автору не удалось найти данных по стимулированию побегообразования из изолированных органов кактусов, хотя именно культура изолированных органов послужила основой для зарождения и развития микропропагации.

Суть метода заключается в поддержании вегетативной активности эксплантата при подборе гормонального фона, тормозящего разрастание каллюсной меристемы. Это довольно нетрудно, если удалить из питательной среды ауксиновые гормоны и на порядок повысить уровень цитокининов.

С чисто научных позиций автор проводил подобный эксперимент, только на материале Roseocactm kotschoubeyanus. В качестве эксплантатов использовалась верхняя часть туберкулы («копытце»). Растительный материал стерилизовался соответствующим образом и помещался на более жидкую среду Мурасиге-Скуга (5 г/л агара). В качестве биологически-активных и гормональных добавок применялась облученная ультрафиолетом кашица из растертых незрелых плодов конского каштана (готовая среда имела оранжевый оттенок).

Примерно через 2,5 – 3 месяца из продольной борозды начинал появляться боковой побег. По мере его роста активизировался рост собственно ареолы, расположенной в верхней части борозды. Сформированные побеги прививались на перескиопсисы.

У оставшихся эксплантатов рост отсутствовал и только после перенесения их на среды с повышенной концентрацией ауксинов (ИУК) наблюдался слабый рост каллюсной меристемы.

В заключении этой главы хочется сказать следующее:

история увлечения кактусами переживала несколько взлетов и падений. После каждого падения количество растений в коллекциях резко снижалось – в момент взлета – появлялась необходимость наибыстрейшим образом расширить численный и видовой состав коллекций. Рынок живо реагировал на эти потребности. Из природы нередко полностью изымались семена отдельных популяций – нарушалось естественное количественное и качественное обновление популяции. Кроме того, вывозилось и в настоящее время вывозится огромное количество растений из природы, часто погибающих при транспортировке или при неумелом культивировании. Кактусоводческие питомники поставляют сравнительно небольшое количество ценных растений, выращенных в культуре. Это и понятно – для достаточного обеспечения спроса питомники должны иметь огромное количество посевного материала, прогнозировать спрос на 3 – 5 лет вперед – реально это не представляется возможным. С большой вероятностью спрос за это время может сохраняться лишь на цветные формы или на декоративные «рождественские кактусы» (Cristmas cactus) – шлюмбергеры, зигокактусы, эпифиллюмы. Что мы и видим на прилавках магазинов.

Способ семенного размножения – интенсивный в численном аспекте, но требует больших площадей и, как минимум, трех-пяти лет временных затрат. Способ вегетативного размножения – экстенсивный. Наиболее оптимален метод выгонки кактусов на подвоях с возможным последующим укоренением. Как способ обильного получения прививочного материала – клонирование имеет большие шансы для будущего применения в культуре кактусов.

В настоящее время, пока еще только за рубежом, существуют несколько фирм, предоставляющих услуги частным лицам по микроразмножению суккулентных растений и кактусов, в частности. Одна из таких фирм находится в Нидерландах. Работы по микропропагации проводит Роберт Велленс. Его адрес: Robert Wellens, Sint Felixstraat 13, 4411 DB Rilland, The Netherlands; адрес электронной почты: rwellens@zeelandnet.nl.

Генеративное размножение кактусов.

В  предыдущих главах было рассказано, как можно размножать кактусы путем их